Tests de détection des familles chimiques

a) Alcaloïdes

Les alcaloïdes sont des composés organiques azotés présentant des propriétés alcalines plus ou moins marquées. Ils forment des précipités aves les sels de métaux lourds tels que le mercure, le bismuth et l’iode.

Test de MAYER
L’extrait acide contenu dans le deuxième tube est additionné de 4 à 5 gouttes de réactif de MAYER. La présence d’alcaloïdes est mise en évidence par la formation d’un précipité ou d’une floculation.

Test de WAGNER
Quatre à cinq gouttes de réactif de WAGNER sont ajoutées dans le troisième tube. L’apparition d’une floculation indique la présence d’alcaloïdes.

Test de DRAGENDORFF
L’apparition d’une floculation après ajout de 2 à 3 gouttes du réactif de DRAGENDORFF dans le dernier tube démontre la présence d’alcaloïdes .

Test de confirmation
Si les tests de détection des alcaloïdes sont positifs, un test de confirmation est nécessaire. Ceci consiste à solubiliser le précipité ou la floculation obtenu avec 0,5 ml d’éthanol 80% (80 ml d’éthanol absolu dans 100 ml de solution).

b) Flavonoïdes et leucoanthocyanes 

La présence de flavonoïdes et leucoanthocyanes est détectée dans l’extrait hydroéthanolique.

Quatre tubes à essai contenant chacun 1ml d’extrait à tester sont utilisés. Le premier sert de témoin et les trois autres sont utilisés pour les tests.

Flavonoïdes: TEST DE WILLSTÄTER
Les flavonoïdes sont réduits en présence d’acide chlorhydrique concentré et de magnésium. Un volume de 0,5 ml de HCl 6 N et 2 tournures de magnésium sont ajoutés dans le deuxième tube. Le changement de couleur est noté après 10 min : une coloration rouge indique la présence de flavones, une coloration rouge pourpre celle de flavonols et une coloration rouge violacé celle des flavonones. La même opération est répétée dans le troisième tube. Le mélange est ensuite additionné de 1ml d’eau distillée et 0,5 ml d’alcool isoamylique. Après 10 min, 2 phases apparaissent. Le changement de couleur est observé au niveau de la phase supérieure. Les résultats se lisent de la même façon que ceux du deuxième tube.

Leucoanthocyanes : TEST DE BATE-SMITH
Les leucoanthocyanes forment en milieu acide des composés de coloration rouge. L’extrait du quatrième tube est mélangé à 0,5 ml de HCl 6 N. La solution est ensuite chauffée au bain-marie bouillant pendant 30 min. L’apparition d’une coloration rouge après refroidissement marque la présence des leucoanthocyanes.

c) Stéroïdes, triterpènes et stérols insaturés

Stéroides et triterpènes : Test de LIEBERMANN-BURCHARD
Ces composés possèdent un groupement OH en 3 protégé par addition d’anhydride acétique. Cette réaction est suivie soit d’une isomérisation soit d’une transposition moléculaire, provoquant un changement de coloration. L’extrait chloroformique est utilisé pour les tests. Trois gouttes d’anhydride acétique sont ajoutées à un 1 ml de l’extrait. Après une légère agitation, 1 ml d’acide sulfurique (H2SO4) 36 N sont versées le long de la paroi du tube incliné de 45°contenant le mélange. Le changement de la coloration est observé pendant 1 h. La coloration bleu-vert de la phase inférieure indique la présence de stéroïdes et l’apparition d’un anneau rouge violacé à l’interface marque la présence de triterpènes.

Les deux résultats peuvent être simultanément observés, indiquant la présence des deux composés.

Stérols insaturés : Test de SALKOWSKI
Les stérols insaturés forment une insaturation supplémentaire en présence d’un acide concentré, provoquant un virage de couleur en rouge. Un millilitre de H2SO4 36 N est versé le long de la paroi du tube à essai incliné de 45° contenant 1 ml d’extrait chloroformique. La réaction est positive s’il y a apparition d’un anneau rouge à l’interface.

d) Saponosides 

Les saponosides se dissolvent dans l’eau en formant des solutions moussantes après agitation. L’extrait aqueux est utilisé pour leur détection. L’extrait à analyser est agité énergiquement pendant 30 s. Une mousse alvéolée apparait. Si celle-ci atteint une hauteur de 3 cm et persiste pendant au moins 30 min, l’extrait contient des saponines.

e) Tanins et polyphénols 

Les tanins sont des composés pouvant précipiter les protéines comme la gélatine. L’extrait aqueux qui est utilisé, est réparti dans quatre tubes à essai à raison de 1 ml par tube. Le premier sert de témoin et les trois autres sont destinés aux tests.

Test à la gélatine
L’extrait dans le second tube est additionné de 5 gouttes de gélatine à 1% (p/v). La présence de tanins hydrosolubles est indiquée par l’apparition d’un précipité blanc.

Test à la gélatine salée
La formation d’un précipité après ajout de 5 gouttes de gélatine salée (10 g de NaCl dans 100 ml de gélatine aqueuse 1%) dans le troisième tube indique la présence de tanins condensés.

Test au chlorure ferrique
Quatre à cinq gouttes de chlorure ferrique en solution méthanolique sont ajoutées dans le quatrième tube. La présence de tanins est montrée par la formation d’un précipité.

Si le test à la gélatine est négatif alors qu’il y a apparition de coloration vert-noir ou bleu-noir lors du test avec le chlorure ferrique, cela signifie que d’autres composés polyphénoliques sont présents.

f) Désoxyoses : test de KELLER-KILIANI 

Un millilitre d’extrait aqueux est additionné de 2 à 3 gouttes de chlorure ferrique en solution aqueuse 10%, puis 2 à 3 gouttes d’acide acétique glacial sont ajoutées. Après agitation, 0,3 ml de H2SO4 36 N est versé dans le tube incliné de 45°. La formation d’un anneau pourpre indique la présence de désoxyoses.

g) Iridoïdes 

Un millilitre de HCl 6 N est ajouté à 1ml d’extrait aqueux. Le mélange est chauffé au bain-marie bouillant à 100°C pendant 30 min. Le virage de la coloration au bleu indique la présence d’iridoïdes dans l’extrait.

h) Quinones : test de BORNTRAGER 

L’extrait aqueux de volume 1 ml est mélangé à 0,5 ml de benzène. Le mélange est agité énergiquement puis laissé décanter jusqu’à ce que deux phases soient nettement séparées. Ensuite, 0,5 ml d’ammoniaque (NH4OH) 25% est ajouté. La présence des quinones est montrée par la coloration de la phase inférieure en rouge.