Interaction entre transmission, morbidité et facteurs naturels inhibant le cycle sporogonique de plasmodium falciparum

Interaction entre transmission, morbidité et facteurs naturels inhibant le cycle sporogonique de plasmodium falciparum

Généralités sur l’infection palustre 

Biologie du parasite 

Taxonomie

 Le Plasmodium appartient au règne des protistes, au Phylum des Apicomplexa (Vivier 1989) et à l‟ordre des Haemosporida. Morphologiquement, les Apicomplexa présentent un complexe apical, outil qui leur permet de pénétrer à l‟intérieur d‟une cellule hôte. Le genre Plasmodium comprend 9 sous-genres, parasites obligatoires de vertébrés, dont trois chez les Mammifères. Il existe chez l‟homme 4 espèces plasmodiales : P.falciparum, P. vivax, P. ovale et P. malariae. Ces dernières années, on a aussi enregistré certains cas de paludisme à plamodium knowlesi. A l‟origine, c‟est un paludisme du singe rencontré dans certaines zones de forêts d‟Asie du Sud-Est. A l‟intérieur des espèces on peut encore distinguer des souches géographiques qui ont des propriétés biologiques différentes, notamment chez P. falciparum en ce qui concerne le pouvoir gamétocytogène et chez P. vivax en ce qui concerne le temps d‟incubation (Garnham P, 1988). Ces souches géographiques sont adaptées à des vecteurs locaux spécifiques et se développent généralement moins bien chez des vecteurs d‟origine géographique différente de celle de la souche parasitaire (Mouchet et al., 2004). 

 Cycle biologique

 Le cycle du parasite peut se décomposer en 3 phases successives : d’abord une phase dans un organe profond chez l’hôte vertébré (phase exo érythrocytaire), puis une phase sanguine chez ce même hôte vertébré (phase érythrocytaire) et enfin une dernière phase chez le moustique (phase sporogonique). 

 Phase exo érythrocytaire ou hépatique

 Au cours de son repas sanguin, l‟anophèle femelle infectée inocule des sporozoïtes dans un capillaire sanguin. Les sporozoïtes, stade infectant pour l‟homme, transitent dans la circulation générale en une demi-heure et envahissent les hépatocytes pour déclencher la schizogonie hépatique (Frevert, 2004). Chez P. falciparum et P. malariae, le sporozoïte se multiplie et se différencie en schizontes hépatiques matures multinucléés (40 à 100 µ). Ce schizonte hépatique en grandissant va faire 5 éclater la cellule hôte et libérer des dizaines de milliers de nouveaux stades, les mérozoïtes, qui, après passage dans la circulation générale vont envahir les érythrocytes. Chez P. vivax et P. ovale les sporozoïtes inoculés peuvent demeurer latents sous forme de cryptozoïtes ou hypnozoïtes (Krotoski et al., 1989). Ainsi, s‟expliquent les formes « retard » de la maladie qui peuvent survenir plusieurs années après le départ de la zone d‟endémie. Il existe aussi des formes « retard » chez P. falciparum (1 à 2 ans) et chez P. malariae (jusqu‟à 25 ans), mais elles ne sont pas dues à des cryptozoïtes. On pense plutôt à des formes latentes sanguines. Chez les 4 espèces plasmodiales humaines, il n‟existe pas de cycle hépatique secondaire, avec envahissement de nouveaux hépatocytes à partir de l‟éclatement d‟un schizonte hépatique de primo infection. Cette phase hépatique vise à compenser les pertes de sporozoïtes occasionnées par l‟immunité anti-sporozoïte pendant la phase de migration sanguine mais aussi par le système réticulo-endothélial des organes filtres (foie et rate). En effet, très peu des sporozoïtes inoculés semblent se transformer en schizonte hépatique.

 Phase érythrocytaire

Les mérozoïtes hépatiques ont eux aussi une phase de migration sanguine pendant laquelle ils sont théoriquement vulnérables. Cependant, la variation antigénique leur permet d‟échapper aux mécanismes immunitaires (voir le § 1.4.3). Après l‟invasion des érythrocytes par les mérozoïtes, le développement du parasite commence d‟abord par le stade trophozoïte uni – nucléé avec sa forme typique en anneau. Le stade jeune évolue en forme trophozoïte mûre, mesurant 2 à 3 µ et possédant une volumineuse vacuole nutritive qui refoule en périphérie le cytoplasme et le noyau. Le parasite continue son développement, grossit et se multiplie en un stade pluri – nucléé, le schizonte érythrocytaire qui se charge de pigment malarique brun ou hémozoïne résultant de la digestion des constituants de l‟érythrocyte, notamment l‟hémoglobine. La multiplication des noyaux, dont chacun s’entoure d’une plage cytoplasmique, forme un schizonte mûr ou « corps en rosace ». Le corps en rosace va éclater et libérer 16 à 32 nouveaux mérozoïtes qui vont envahir de nouveaux érythrocytes et effectuer de nouveaux cycles schizogoniques érythrocytaires secondaires. La parasitémie va ainsi se multiplier par 16 à 32 fois à chaque cycle et, lorsqu‟une densité seuil sera atteinte, un accès palustre aigu pourra survenir. A moins que le système immunitaire arrive à contrôler cette flambée parasitaire (voir le § 1.4.3). 6 La lyse des érythrocytes est relativement synchronisée et chaque cycle érythrocytaire dure 48 heures pour P. falciparum, P. ovale et P. vivax et 72 heures pour P. malariae, rythmant ainsi les accès aigus périodiques. Pour que la transmission du plasmodium de l‟homme au moustique puisse se produire, une sous – population de stades sanguins asexués du parasite va dévier son cycle cellulaire et se développer en gamétocytes, cellules spécialisées pour la reproduction sexuée. C‟est la « souffrance » des stades asexués, quelque soit le mécanisme, qui engage le parasite vers la gamétocytogénèse (Sinden, 1999). Il est établi que tous les mérozoïtes provenant d’un même schizonte sont tous « engagés », soit vers la prolifération asexuée, soit vers la différenciation sexuée (Bruce et al., 1990). De plus, dans un même schizonte, chaque mérozoïte devient gamétocyte soit mâle soit femelle (Silvestrini et al., 2000). Enfin, il n‟existe qu‟une assez faible proportion de schizontes engagés vers le cycle sexué, ce qui explique que les gamétocytes soient toujours beaucoup moins nombreux que les formes sanguines asexuées. Le gamétocyte évolue en plusieurs stades différenciés chez P. falciparum (Sinden, 1983). La gamétocytogénèse dure environ 7 à 10 jours (Robert & Boudin, 2003). Donc la poussée gamétocytaire observée dans le sang résulte d‟une ancienne poussée asexuée qui a été jugulée 7 à 10 jours avant. Pour les 3 autres espèces, le développement gamétocytaire est contemporain de la poussée asexuée qui lui a donné naissance. A maturité, les gamétocytes restent dans le sang périphérique de l’homme et ils ne vont continuer leur développement que s’ils sont absorbés par un anophèle femelle au cours de son repas sanguin. C’est donc en changeant d’hôte, à partir de ce stade physiologiquement bloqué, que le Plasmodium peut continuer son cycle et assurer sa dissémination. Le système immunitaire semble relativement inefficace sur les formes sexuées du parasite. En effet, seule une phagocytose des hématies parasitées par les formes sexuées s‟observe au niveau des organes filtres, notamment la rate. La durée de vie d‟une poussée gamétocytaire semble évoluer de manière exponentielle avec une demi-vie courte de 2,5 jours et une persistance à un faible niveau dans le sang périphérique qui peut atteindre 1 mois (Smalley & Sinden, 1977). 7 Figure I : Illustration des formes sexuées (gamétocytes) et asexuées (trophozoïtes) de P. falciparum sur un frottis de sang infecté. T représente la zone des trophozoïtes jeunes ou mûrs, tandis que M et F représentent les zones des formes gamétocytaires mâle (rose) et femelles (bleu).

 Cycle sporogonique chez le moustique 

A l‟occasion d‟un repas sanguin chez un homme porteur de gamétocytes l‟anophèle femelle pique et aspire avec le sang, tous les stades du développement du parasite. Seules les formes sexuées (les gamétocytes) sont capables de poursuivre leur développement chez le vecteur. Les autres formes meurent et sont digérées. Dans l’estomac du moustique, le gamétocyte mâle et femelle se transforment respectivement en 8 microgamètes mâles et 1 macrogamète femelle. C‟est la période de gamétogénèse. L’activation en gamètes a lieu entre 7 et 10 minutes après le début du repas sanguin. La diminution de température, l‟élevation de pH et l‟exposition à des molécules du moustique tel que l‟acide xanthurénique, sont autant de facteurs impliqués dans l‟induction de l‟activation (Billker et al. 1998). La fécondation a lieu lorsque l’un des microgamètes fusionne avec un macrogamète pour former d’abord un zygote (œuf), puis un ookinète très mobile. Suite à la fusion des gamétes, le génome diploïde est immédiatement réduit au stade haploïde au moyen d’une méiose (Janse & Mons, 1987). L’ookinète est une forme invasive asexuée qui traverse activement la paroi de l’estomac de l’anophèle et se fixe au niveau de la membrane basale externe donnant naissance à l’oocyste. En une dizaine de jours (durée variable selon l‟espèce de moustique, l‟espèce de parasite et la température ambiante), l‟oocyste grossit et des sporozoïtes fusiformes (8 à 12 µ de long) s‟individualisent. Libérés par l’éclatement de l’oocyste, les sporozoïtes gagnent avec 8 prédilection les glandes salivaires de l‟anophèle. Le moustique devient alors infectant et le restera pendant toute sa vie (environ un mois) (Kaiser et al., 2004). Cette étape est habituellement dénommée « cycle » sporogonique, bien qu‟il n‟y ait pas de cycle à proprement parler. C‟est une étape de multiplication cruciale du parasite qui vise à compenser les pertes parasitaires lors de la souffrance des formes sanguines et lors du passage hasardeux des formes sexuées chez le moustique. Elle a une durée variable (entre 12 à 21 jours) selon la température extérieure et l‟espèce parasitaire. Ainsi le Plasmodium subit plusieurs phases de multiplication (schizogonie hépatocytaire et érythrocytaire, sporogonie) qui visent à compenser les pertes parasitaires dues à des facteurs externes (système immunitaire de l‟hôte, organes filtres, système de défense du moustique, aléas des migrations chez l‟homme et le moustique). Figure II : Cycle de développement du plasmodium falciparum (d‟après Wirth, 2002) 

Biologie du vecteur 

Taxonomie 

L’anophèle est un insecte de l‟ordre des diptères appartenant à la famille des culicidés. Ces derniers forment trois sous-familles principales : Les anophélinés, les aedinés, et les culicinés. Chez les anophélinés, seul le genre anopheles peut permettre le développement complet du plasmodium. Il existe plusieurs espèces d‟anophèles de capacité vectorielle différentes selon les continents. En Afrique où la maladie sévit le plus, les principales espèces vectrices appartiennent au complexe An gambiae et au groupe An funestus. Mais il existe aussi des espèces vectrices spécifiques à certaines régions et de très nombreuses autres espèces non ou occasionnellement vectrices (Carnevale et al., 1984). Les classiques espèces anophéliennes sont actuellement subdivisées en « complexe ou groupe d‟espèces » douées de capacités vectorielles très différentes et sélectionnées sur le plan génétique par des particularités environnementales. C‟est ainsi que le complexe d‟espèce An. 9 gambiae est actuellement scindé en 7 espèces qui ne se reproduisent pas ou très peu entre elles (Fontenille et al. 2003). Les entomologistes vont encore plus loin et identifient, pour certaine espèce des formes chromosomiques ou moléculaires (Fontenille et al. 2003) ayant des compétences vectorielles différentes et des spécificités écologiques. 1.2.2.Phase aquatique larvaire Les gîtes de ponte varient selon l‟espèce anophélienne. Ce sont des collections d‟eau permanentes ou temporaires (persistant au moins dix jours consécutifs), claires ou polluées, douces ou saumâtres, ensoleillées ou ombragées. Dans l‟eau, des œufs sont pondus isolément et restent en surface durant l’embryogénèse. De chaque oeuf éclôt une seule larve. La larve aquatique des anophèles se nourrit en filtrant les débris organiques et les micro-organismes de l’eau. Du fait d‟un tégument chitineux inextensible, il y a trois mues larvaires séparant 4 stades de développement. Le quatrième stade effectue une mue particulière : la nymphose qui aboutit à une nymphe aquatique mobile qui ne se nourrit plus (figure 3). De profonds remaniements de la morphologie s’effectuent au cours du stade nymphal. Les organes propres au stade larvaire sont détruits. Les organes caractéristiques de l’adulte, présents à l’état d’ébauches dans la larve, apparaissent. De la nymphe, émerge un adulte (mâle ou femelle) qui s’envole rapidement. 

 Phase aérienne adulte 

C’est au cours de la phase aérienne que s’effectue l’insémination de la femelle néonate. Les spermatozoïdes sont introduits dans la bourse copulatrice de la femelle puis ils migrent dans une spermathèque, sorte d’annexe du système sexuel femelle, dans laquelle ils conservent leur pouvoir fécondant jusqu’à la mort de la femelle. Donc les différentes pontes d‟une même femelle seront systématiquement fécondées sans nouvelle copulation. La femelle ne peut pondre qu‟après un repas sanguin pris sur l‟homme ou sur animal. Le cycle de maturation ovarienne est de 2 à 3 jours, si bien qu‟un anophèle femelle doit rechercher un hôte vertébré préférentiel tous les 2 ou 3 jours. La femelle ne s‟écarte que très peu de cette source alimentaire entre les repas sanguins. Le moustique mâle ou femelle se repose dans des caches ombragées, chaudes et humides et se nourrit de nectar entre les repas sanguins.

Table des matières

REMERCIEMENTS
INTRODUCTION
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. GENERALITES SUR L’INFECTION PALUSTRE
1.1. Biologie du parasite
1.1.1. Taxonomie
1.1.2. Cycle biologique
1.1.2.1. Phase exo érythrocytaire ou hépatique
1.1.2.2. Phase érythrocytaire
1.1.2.3. Cycle sporogonique chez le moustique
1.2. Biologie du vecteur
1.3. Clinique du paludisme
1.5. Le diagnostic
1.6. L’épidémiologie du paludisme
1.7. Les moyens de lutte antipaludique
1.8. La chimiorésistance
2. LES FACTEURS INHIBITEURS DU CYCLE SPOROGONIQUE
2.1. Les facteurs humains
2.2. Les facteurs parasites
2.3. Les facteurs moustique
3. MESURE DES DIFFERENTES COMPOSANTES DE LA TRANSMISSION
3.1. La Transmission moustique – homme (TMH)
3.1.1. Les méthodes de capture
3.1.2. Les indicateurs
3.1.3. Les études épidémiologiques
3.2. La Transmission Reducing Activity (TRA)
3.2.1. Définitions
3.2.2. L’immunité « bloquant » la transmission (TBI ou TRI)
3.2.3. L’exploration de la TRA
3.2.4. Les indicateurs potentiels de la TRA
3.2.4.1. L’estimation du niveau de TRA naturelle
3.2.4.2. L’estimation de l’intensité moyenne de la TRA
3.2.4.3. L’estimation du rôle relatif de la TRA
3.2.4.4. L’estimation du rendement du cycle sporogonique
3.2.5. L’exploration de la TRI
3.3. La transmission homme – moustique (THM)
3.3.1. Les indicateurs
3.3.1.1. Le pourcentage de sujets infectants pour les moustiques (B)
3.3.1.2. L’indice gamétocytaire ou la densité gamétocytaire moyenne
3.3.1.3. Le pouvoir infectant moyen d’un gamétocyte (PIG)
3.3.1.4. Le taux d’inoculation parasitologique (TIP)
3.3.1.5. La contribution d’une population au réservoir de moustiques infectés
3.3.1.6. La proportion de moustiques infectés sur sujets infectants (Ci)
3.3.1.7. La probabilité d’un repas sanguin infectant (K)1
3.3.2. Les méthodologies
3.3.2.1. L’estimation de la gamétocytémie
3.3.2.2. L’infectivité des gamétocytes pour le vecteur loca
3.3.2.3. L’estimation du volume sanguin ingéré par les moustiques
3.3.3. Les études épidémiologiques
MATERIELS ET METHODES
1. ZONE D’ETUDE
2. DEPISTAGE DES SUJETS INFECTES
3.1. Gorgement direct (DIR)
3.2. Gorgement sur membrane de parafilm®
4. ETUDE DE LA MORBIDITE
5. ETUDE DE LA TRANSMISSION HOMME-MOUSTIQUE (THM)
6. ETUDE DE LA « TRANSMISSION REDUCING ACTIVITY » (TRA)
RESULTATS
1. NIVEAUX DE LA PARASITEMIE DANS LA POPULATION
1.1. La parasitémie globale dans la zone d’étude
1.2. Parasitémie dans l’échantillon de morbidité
2. LA MORBIDITE PALUSTRE
2.1. Les fébriles parmi les consultants
2.2. Taux d’incidence palustre
2.3. Proportion d’accès palustres fébriles et non fébriles
2.4. La densité d’incidence palustre
2.5. Le nombre moyen d’accès palustres par individu et par an
2.6. Densité parasitaire chez les accès palustres
3. CHIMIORESISTANCE AUX ANTIPALUDIQUES
3.1. Chimiorésistance à la sulfadoxine pyriméthamine (SP
3.2. Efficacité thérapeutique à la sulfadoxine pyriméthamine (SP)
4. GAMETOCYTOGENESE ET ANTIPALUDIQUES
4.1. Gamétocytogenèse et résistance à la SP
4.2. Relation entre traitement à la SP et poussée gamétocytaire
4.3. Relation entre densité parasitaire asexuée et poussée gamétocytaire
4.4. Infectivité des gamétocytes post-thérapeutiques
5. TRANSMISSION REDUCING ACTIVITY (TRA)
5.1. Pourcentage de sujet inhibiteur de l’infection chez le moustique
5.2. Intensité moyenne de la TRA chez les porteurs de gamétocytes
5.3. Rôle relatif de la TRA par rapport à l’inhibition globale
5.4. Relation entre TBI/TRA et densité gamétocytaire
5.5. Relation entre TRA et âge des porteurs de gamétocytes
6. LA TRANSMISSION HOMME MOUSTIQUE (THM)
6.1. Caractéristique de l’échantillon de la population
6.2. Caractéristiques de l’échantillon des porteurs de gamétocytes
6.3. Contribution au reservoir humain infectant et probabilité de repas sanguine infectant
6.5. Relation entre densite ganetocytaire et pourcentage de moustiques infecté
6.6. Différence d’infectivité entre les individus selon le statut gametocytaire
DISCUSSION
CONCLUSION
PERSPECTIVES
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXE
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
PUBLICATIONS

projet fin d'etudeTélécharger le document complet

Télécharger aussi :

Laisser un commentaire

Votre adresse e-mail ne sera pas publiée. Les champs obligatoires sont indiqués avec *