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La modélisation du développement des cultures dans l’espace : du processus à la modélisation spatialisée

Modéliser la réserve utile et les rendements des agrosystèmes en Midi-Pyrénées implique de comprendre les interactions sol-plante-atmosphère, du prélèvement d’eau par les racines jusqu’à la photosynthèse, de l’échelle de la parcelle à celle du petit bassin versant. Dans une première partie, est fait un bilan des processus lié au stress hydrique et servant à discuter du concept de réserve utile et de son utilisation avec le modèle de culture STICS.
Dans la seconde partie, une synthèse bibliographique est proposée sur les causes des hétérogénéités spatiales de végétation ainsi que sur les méthodes de spatialisation des mesures et des modèles. Cette dernière partie a pour but de mettre en perspective l’utilisation d’un modèle 1D et de ses données d’entrée à l’échelle d’un bassin versant, ou comme c’est le cas dans cette thèse à l’échelle d‘un sous bassin versant.

L’interaction sol-plante du processus à la modélisation

Les interactions sol-plante sont très complexes et nécessitent d’avoir recours à la modélisation pour être comprises sur un cycle cultural entier. L’utilisation des modèles passe par la formalisation des relations soit par des approches empiriques, soit par des formalismes plus mécanistes. Les modèles simulant le développement des cultures font souvent appel à un mélange des deux types d’approche pour décrire le système cultural. Cela se traduit par une prise en compte simplifiée des différents processus majeurs impliqués dans les interactions de la plante avec son environnement. Dans les modèles, comme dans la réalité, un des facteurs les plus limitants du développement des cultures est l’accès à la ressource en eau. Celle-ci est souvent conceptualisée comme étant un stock fixe potentiellement disponible pour les plantes, autrement dit la réserve utile.

Le prélèvement d’eau par les plantes

Chaque culture à des besoins et une gestion de la ressource en eau différente. La plus grande partie de l’eau absorbée par une plante sert à transporter les nutriments dissous du sol jusqu’aux organes aériens des plantes. L’eau est au final libérée dans l’atmosphère par transpiration. Ce flux d’eau permet également de réguler la température de la plante. Ces besoins en eau varient selon le stade de développement et les conditions microclimatiques. En outre, chaque culture, voire cultivar, a une sensibilité différente face au déficit en eau.
Ce déficit en eau peut se traduire par un stress hydrique qui se définit par un changement physiologique différent de l’état d’équilibre de la plante (Shao et al., 2008). Ce stress peut avoir pour conséquences plusieurs changements physiologiques, biochimiques ou moléculaires, comme une modification de l’activité biologique de la plante, une diminution de la photosynthèse, ou encore une modification de la production de métabolites dont certains sont induits par des phytohormones (Reddy et al., 2004). Ces changements vont impacter de manière plus ou moins importante le fonctionnement de la plante et de ces organes.

Le prélèvement d’eau par les racines

Les racines assurent le prélèvement des nutriments mais ont également une fonction d’ancrage dans le sol. Le prélèvement d’eau et de nutriments est assuré par la zone pilifère des racines qui est recouverte des poils absorbants dont le rapport surface/volume est particulièrement élevé. Cette surface élevée permet d’augmenter la surface d’échange avec le sol et donc de faciliter l’absorption des éléments du milieu par les racines. Autour de ces racines, la plante produit un mucilage qui permet de maintenir dans la rhizosphère un potentiel hydrique plus bas que le sol et qui permet de stocker une certaine quantité d’eau (Carminati, 2013; McCully and Boyer, 1997). Dès lors qu’il sèche, ce mucus devient hydrophobe et permet d’éviter les pertes d’eau des racines vers le milieu en cas de sécheresse (Carminati, 2013). En outre, l’efficacité du système racinaire à prélever de l’eau est dépendant de trois facteurs :
– de son architecture
– du contact sol-racine
– de la densité de racines
Plusieurs études ont montré que la densité de racines optimale pour le prélèvement d’eau est comprise entre 0.5 et 1 cm.cm-3 (Figure 2) (Aura, 1996; Bonachela, 1996) mais peut également être plus faible pour d’autres cultures (Robertson et al., 1993). Cette différence résulte d’une architecture racinaire qui diffère suivant les cultures. La limitation à l’absorption d’eau par la plante n’est cependant pas uniquement dépendante de la densité racinaire mais aussi du cheminement de l’eau dans les racines. En effet, le transport de l’eau dans les racines n’est pas direct vers le système vasculaire de la plante (xylème) et l’eau et les nutriments peuvent passer par trois voies possible (Steudle, 2000) : par le continuum intercellulaire (voie apoplastique), par les plasmodesmes et le symplasme (voie symplastique), et enfin à travers les parois des cellules (voie trans-cellulaire). Ainsi suivant l’importance de ces différentes voies dans le prélèvement d’eau de la plante chaque culture peut réagir différemment à un stress hydrique ponctuel ou maintenu.
Figure 2 : Relation entre la densité de racines exprimée en cm de longueur de racines par cm3 et la teneur en eau. Au seuil de densité racinaire proche de 0.5 cm cm-3 la quantité d’eau du sol n’est plus inversement proportionnelle à la densité racinaire. Ce seuil peut être considéré comme celui où la densité racinaire n’est plus limitante pour le prélèvement d’eau. Tiré de Bonachela (1996).

Transports d’eau dans la plante

Chez les plantes vasculaires, le maintien d’un flux hydrique dans la plante permet à celle-ci d’acheminer les nutriments et les composés élaborés dans ses différents organes, d’assurer son maintien ainsi que de réguler sa température. La transpiration de l’eau prélevée dans le sol est principalement assurée par les feuilles et est régulée par les stomates (Griffiths and Parry, 2002). Les stomates sont des orifices que les plantes sont capables de refermer et qui permettent de réguler les échanges de la plante avec l’atmosphère. Cette régulation se fait par la diminution de la turgescence des cellules de garde qui composent le stomate et qui peut être induite en cas de stress par une phytohormone, l’acide abscissique, ou ABA (de l’anglais abscissic acid) produite par les feuilles ou les racines (Jiang and Zhang, 2002; Zhang et al., 2006).
Deux types de systèmes vasculaires assurent le flux d’eau dans la plante : le xylème et le phloème. Le premier permet d’acheminer l’eau et les éléments inorganiques prélevés par les racines vers les feuilles. Quant au phloème, il achemine l’eau et les photosynthétats des feuilles vers les racines et les organes de stockage. La plante joue sur les différentes composantes du potentiel hydrique, les forces capillaires, le potentiel osmotique ainsi que le potentiel hydrique très faible de la phase gazeuse afin de maintenir un gradient de potentiel hydrique pour assurer ce flux des racines aux feuilles (Figure 3). Le flux est maintenu par la transpiration liée à l’évaporation au niveau des feuilles en journée et par la poussée racinaire la nuit. Le potentiel osmotique est particulièrement élevé au niveau des cellules racinaires et, dans une moindre mesure, au niveau des cellules foliaires afin de maintenir un potentiel hydrique graduel et donc un flux d’eau dans la plante (Nobel, 2009). Quand peu d’eau est accessible, la plante doit assurer le prélèvement de l’eau de manière active par différents mécanismes comme une production d’exsudats racinaires plus importante afin de 25 favoriser l’accumulation d’eau dans la rhizosphère ou encore en métabolisant ou dégradant des molécules afin de diminuer le potentiel osmotique interne afin de permettre de maintenir le flux hydrique interne de la plante (Bramley et al., 2007; Schwenke and Wagner, 1992; Zholkevich, 1981). Ce prélèvement actif ayant un coût énergétique, il se fait au détriment de la croissance de la plante.
De manière plus marginale, pendant les fortes sécheresses, le manque d’eau peut causer l’apparition de bulles d’air dans le système vasculaire et diminuer de manière très importante le flux d’eau dans la plante (Cruiziat et al., 2001; Milburn and McLaughlin, 1974). Sur une période de temps restreinte, ce phénomène peut toutefois limiter les pertes d’eau de la plante en ralentissant la transpiration. Le phénomène bien connu chez les espèces arborées mais concerne aussi les autres espèces végétales vasculaires (Tyree and Cochard, 2003).

L’impact du stress hydrique sur la photosynthèse

Le stress hydrique peut affecter la photosynthèse de différentes manières (Figure 4) : (1) par la limitation de la synthèse d’adénosine triphosphate (ATP), (2) les effets de l’ABA et (3) une diminution de l’activité enzymatique liée à la baisse du potentiel hydrique. Dans le premier cas, la production de l’ATP est ralentie à cause du manque de disponibilité en eau ; les électrons issus de la photolyse de l’eau deviennent alors plus difficilement échangeables pour la production d’ATP lors de la photosynthèse. L’activation de la production d’ABA induite par le stress hydrique provoque la fermeture des stomates et va s’accompagner d’une diminution du carbone disponible pour la synthèse de molécules organiques via la carboxylation. Cette diminution du CO2 induit également une augmentation des espèces réactives oxygénées (ROS pour Reactive oxygenated species) dans la plante et occasionne une limitation de l’activité biologique causée par la dégradation des membranes et des molécules liées au cycle photosynthétique. Cette augmentation est due au changement d’équilibre entre la production des ROS et la production d’antioxydants. Ce changement oblige donc la plante à augmenter sa production d’antioxydants pour limiter l’impact des ROS (Reddy et al., 2004). Enfin le stress hydrique va causer une diminution de l’activité des enzymes liées à la photosynthèse et en particulier la Rubisco (Meyer and Genty, 1999).

La plasticité phénotypique et variabilité de la phénologie des plantes

L’expression du génotype suivant différentes conditions environnementales peut conduire à des phénotypes différents, notamment en cas de stress hydrique. Cette plasticité est la conséquence de réponses passives et/ou active de la plante (Nicotra et al., 2010). Cette adaptation de la plante a un coût (DeWitt et al., 1998), et dans certains cas, le bénéfice n’est pas proportionnel. Cette différence de phénotype n’est pas toujours bénéficiaire pour la plante, notamment dans les cas où la plasticité de la plante arrive dans ses limites et induit une instabilité du phénotype (Kurashige and Callahan, 2007).
Dans le cas du stress hydrique, la plasticité de la plante va se manifester suivant l’importance du stress, de sa rapidité et de sa durée (Figure 5). Dans le cas d’un stress de longue durée, la plante va optimiser le prélèvement d’eau notamment par une adaptation de sa croissance et une stratégie d’allocation de la biomasse produite différente (Griffiths and Parry, 2002; Guswa, 2010; Hsiao and Xu, 2000). Dans le cas de stress plus ponctuels, la plante va ajuster son métabolisme sans conséquences visibles sur la plante.
Ce changement de croissance est en partie lié à un changement des vitesses de croissance des organes de la plante. En prenant l’exemple du maïs (Figure 6), la croissance foliaire est beaucoup plus sensible au déficit hydrique que les racines. Dans le cas d’un stress, les racines continueront à croître alors que les feuilles stoppent leur croissance rapidement. A long terme, cette différence de croissance entre organes peut conduire à une répartition différente de la biomasse dans la plante. Par ailleurs, la résilience de la plante n’est pas immédiate et peut prendre plusieurs heures suivant l’importance et la rapidité de survenue du stress (Acevedo et al., 1971) et l’organe de la plante concerné (Hsiao and Xu, 2000).
Résultats obtenus sur vermiculite en conditions contrôlées. Tiré de Hsiao and Xu (2000).
L’impact du stress hydrique ne se limite pas à un changement de répartition de la biomasse mais peut se traduire également par un changement dans la phénologie de la plante. Selon l’intensité du stress, la phénologie sera différente : un stress hydrique modéré va provoquer une accélération des stades phénologiques mais dans le cas d’un stress important, les stades phénologiques peuvent être allongés (Angus and Moncur, 1977; Giunta et al., 1993). La nature du stress continu ou ponctuel est également déterminant sur l’impact qu’il va avoir sur la plante (Brevedan and Egli, 2003). En effet, si le stress intervient uniquement dans des stades tardifs de développement, la plante a moins de latitude pour adapter sa croissance. Enfin, la plante a une sensibilité variable en cours de développement, due à une capacité de prélèvement en eau par les racines par rapport à la capacité transpiratoire des feuilles qui évolue suivant les stades (Katerji et al., 1991; Turner, 1981). Dans le cas d’une approche résistive pour décrire les flux d’eau dans la plante cela va se traduire par une résistance plus importante pour le maintien du flux. La croissance des racines étant plus importante en cas de stress par rapport à celle des feuilles, un stress constant favorise l’élongation racinaire et permet l’accès à des couches plus profondes du sol et donc à une réserve en eau potentiellement plus importante.

Corrélation entre stress

Les stress sont également susceptibles d’interagir conjointement sur la plante. L’interaction entre stress peut être métabolique ou due à une réponse de la plante au stress (hydrique ou autre). En guise d’exemple, le stress hydrique peut induire une inhibition de la nitrate réductase (Kaiser and Förster, 1989) ce qui provoque alors une diminution de l’assimilation de l’azote par la plante. Dans le cas d’une interaction de réponse au stress, le stress azoté peut limiter la croissance racinaire ce qui peut accentuer le stress hydrique en diminuant la quantité d’eau accessible (Barraclough et al., 1989) sans toutefois impacter de manière importante le prélèvement des nutriments (Tanguilig et al., 1987).

Conclusion

Le stress hydrique cause un changement d’un grand nombre de mécanismes dans la plante, de la photosynthèse à l’assimilation des nutriments qui vont altérer la croissance de la plante. Cette complexité des processus peut être reproduite par des modèles simulant le développement de la plante ainsi que la réponse des plantes face au stress hydrique. Toutefois les simulations du stress hydrique sont également tributaires de la connaissance préalable de la quantité d’eau potentiellement disponible pour les plantes. Celle-ci peut être abordée par une représentation simplifiée du stock d’eau accessible aux plantes : la réserve utile.

La réserve utile : un stock d’eau accessible aux plantes

La réserve utile peut se définir comme la quantité d’eau pouvant être accessible aux plantes. Il s’agit d’une notion presque aussi vieille que l’agronomie (Briggs, 1897; King, 1889). Les premiers travaux visant à comprendre la disponibilité de l’eau pour la plante sont vieux de plus d’un siècle et avaient pour objectif de raisonner l’irrigation des cultures. C’est dans ce contexte que Franklin Hiram King, pionnier de la recherche sur la réserve utile, avait établi que seule une fraction de l’eau du sol était potentiellement accessible aux plantes (King, 1907, 1889). Sa première définition recensée est : « the water holding capacity of the soil, (is) the facility with which this water can move through the soil, and, consequently, the supply of plant food which may be carried to the roots of the crop ,and the amount of water which may be carried to the surface of the soil and evaporated[…] » (Chilcott and Holm, 1898).
Cette notion de réserve ou stock en eau accessible aux plantes, fait appel à 3 limites d’accessibilité : une borne maximale d’eau accessible de la réserve utile, décrite couramment comme la capacité au champ, une borne minimale d’humidité, définie comme l’humidité au point de flétrissement permanent et enfin une profondeur maximale à laquelle l’eau peut être prélevée par les plantes. En anglais la réserve utile est appelé Available Water Capacity (AWC) (Hudson, 1994; Jovanov et al., 2012) ou Water Holding Capacity (WHC) (Franzluebbers, 2002; Guswa, 2010). Souvent AWC correspond à la réserve en eau contenue entre les bornes de la capacité aux champs et du point de flétrissement mais n’est pas reliée à la profondeur, au contraire de la WHC qui correspond à un stock sur une profondeur donnée. Pour cette dernière, la confusion se situe autour de l’intégration du point de flétrissement permanent : dans certains cas, elle correspond à la réserve utile telle que définie ici et d’autre fois elle ne se limite qu’à la capacité de rétention en eau des sols sur une profondeur donnée. En français, la définition de la réserve utile fait cependant consensus. Ainsi dans la suite du manuscrit, les termes RU, AWC et WHC feront référence à la réserve utile dont les limites sont la capacité au champ, le point de flétrissement et la profondeur de prélèvement en eau.
La définition de la réserve utile « moderne » est apparue dès lors qu’il a été mis en évidence qu’à saturation, toute l’eau n’était pas disponible (Figure 7, « soil air ») et qu’une fraction de l’eau du sol était liée au sol (Franklin Hiram King, 1900; Israelsen and West, 1922) ; l’eau assimilable par les plantes n’est qu’une partie de l’eau capillaire du sol.
Figure 7: Description du sol et de sa porosité avant et après irrigation. Figure tiré de Israelsen 1922
La profondeur de la réserve utile est soit préétablie indépendamment de la profondeur réelle de sol ou de la profondeur de prélèvement par les racines, soit il s’agit de la profondeur de sol ou encore elle est définie comme étant la profondeur maximale d’enracinement.
Avec: RU= réserve utile pour une couche de sol en mm, pour chaque couche de sol entre la surface et la profondeur d’enracinement Zrac, θcc,z est la teneur en eau massique à la capacité au champ (en g g-1 de sol), θpf,zla teneur en eau massique en g g-1 de sol au point de flétrissement, DA est la densité apparente en g cm-3, et enfin dz est l’épaisseur de la couche de sol en mm.

Le point de flétrissement permanent

Ce sont les travaux de Briggs et Shantz qui définissent le point de flétrissement permament comme étant la borne basse d’eau accessible aux plantes (Briggs and Shantz, 1912, 1911). Stricto sensu le point de flétrissement est l’humidité à laquelle la plante n’est plus capable de maintenir la turgescence, ce qui n’implique pas directement que l’eau du sol ne soit plus accessible à la plante. Ces travaux font le lien avec ceux du botaniste Julius Sachs qui montraient un lien entre le type de sol et l’humidité et le flétrissement (Sachs, 1865). C’est avec les travaux de Veihmeyer et Hendrickson (1931 ; 1949) que l’activité stomatique et les flux hydriques sont formellement reliés à la quantité d’eau disponible pour la plante et à l’impact du type de plante sur les prélèvements d’eau. Jusqu’à aujourd’hui cette définition n’a que peu évolué (Taylor and Hochstein, 1965). Richards a montré en 1944 qu’il était possible d’avoir une estimation proche de l’humidité au point de flétrissement permanent en exerçant une pression de 15 atm sur un échantillon de terre humide. Slatyer (1957) valide ce point de flétrissement permanent à 15 atm (approximativement pF 4.2) qui permet d’être à 1 ou 2% près de la valeur réelle pour les espèces couramment cultivées. Plus récemment, cette hypothèse d’un point de flétrissement pouvant être estimé à un potentiel hydrique de -15 atm (~pF4.2) a été confirmée sur un échantillon de 133 sols (Czyż and Dexter, 2013).
Il y a tout de même certaines limitations à l’estimation du point de flétrissement permanent. En effet, dans le cas des sols salins, l’humidité correspondant au point de flétrissement est différente du pF 4.2 en raison du potentiel osmotique faible qui s’ajoute aux forces capillaires et qui limite également l’accès à l’eau. Par ailleurs, pour certaines plantes, le point de flétrissement peut suivant les cas s’avérer plus bas (Kirkham, 2005) ou plus haut (Lambers et al., 2008). Cette humidité au pF4.2 est donc caractéristique de l’humidité au point de flétrissement principalement pour les espèces couramment cultivées. La notion de point de flétrissement est également tributaire, en conditions réelles, de la distribution racinaire et de sa capacité à absorber sur le profil de sol entier (Hillel, 1998). En effet si l’humidité du sol à une couche de sol donnée est inférieure au point de flétrissement, la plante ne subira pas forcément un stress important si l’accès à l’eau lui est permis par le reste de son système racinaire. Enfin la température peut avoir un effet sur l’humidité au point de flétrissement (Richards and Weaver, 1944; Taylor and Ashcroft, 1972) en partie à cause de la transpiration de la plante qui peut se poursuivre dans une faible mesure après fermeture des stomates (Slatyer, 1937). Celle-ci étant dépendante de la capacité de la plante à s’adapter à un stress par une fermeture plus ou moins rapide des stomates ou par un seuil d’enclenchement de cette fermeture différent (Poormohammad Kiani et al., 2007). Ainsi, dans le cas de la réserve utile, le point de flétrissement permanent ne définit pas exactement la limite de l’eau accessible aux plantes mais plutôt une limite qui détermine un développement minimal de la plante.

Table des matières

Introduction
Contexte et problématique
Démarche de la thèse
1 La modélisation du développement des cultures dans l’espace : du processus à la modélisation spatialisée
1.1 L’interaction sol-plante du processus à la modélisation
1.1.1 Le prélèvement d’eau par les plantes
1.1.1.1 Le prélèvement d’eau par les racines
1.1.1.2 Transports d’eau dans la plante
1.1.1.3 L’impact du stress hydrique sur la photosynthèse
1.1.1.4 La plasticité phénotypique et variabilité de la phénologie des plantes
1.1.1.5 Corrélation entre stress
1.1.1.6 Conclusion
1.1.2 La réserve utile : un stock d’eau accessible aux plantes
1.1.2.1 Le point de flétrissement permanent
1.1.2.2 La capacité au champ
1.1.2.3 La profondeur de la réserve accessible aux plantes
1.1.2.4 Densité apparente
1.1.2.5 Le cas particulier des sols à propriétés vertiques
1.1.2.6 Le cas des cailloux dans le calcul de la réserve en eau
1.1.2.7 Conclusion
1.1.3 La modélisation des cultures avec le modèle STICS
1.1.3.1 Présentation générale du modèle
1.1.3.2 La phénologie
1.1.3.3 La croissance aérienne
1.1.3.4 La croissance racinaire
1.1.3.5 Le sol
1.2 La représentation des hétérogénéités des cultures : des causes aux méthodes de spatialisations
1.2.1 Les déterminants de l’hétérogénéité
1.2.1.1 Le climat
1.2.1.2 Le sol
1.2.1.3 Les flux d’eau au sein du paysage
1.2.1.4 Conclusion
1.2.2 La représentativité spatiale des mesures et des modèles
1.2.2.1 L’interprétation de la mesure
1.2.2.2 Robustesse, sensibilité et domaines de validité des modèles dans l’espace
1.2.3 De l’échantillonnage dans l’espace à la spatialisation des mesures
1.2.3.1 Les méthodes d’acquisition et interprétation des mesures localisées dans l’espace
1.2.3.2 Les mesures spatialement exhaustives : le cas de l’imagerie
1.2.3.3 Les méthodes dérivées de SCORPAN
1.2.3.4 L’inversion de modèles
1.3 Conclusion générale
2 Matériels et méthodes
2.1 Les outils statistiques
2.2 La stratégie d’acquisitions et le choix des parcelles
2.2.1 La stratégie générale des acquisitions
2.2.2 Les deux sites d’acquisitions
2.2.2.1 La parcelle Flux
2.2.2.2 Le sous-bassin versant du Montoussé
2.2.3 Le choix des points d’échantillonnage par l’hypercube latin
2.2.3.1 Etapes de mise en oeuvre de la méthode
2.2.3.2 Les patterns spatiaux des variables d’entrées
2.2.3.3 Validation des classes issues de l’hypercube latin
2.3 Protocoles d’acquisitions des mesures locales
2.3.1 Données météorologiques
2.3.2 Données biophysiques
2.3.3 Mesures et analyses de sol
2.4 Le traitement des données à haute répétitivité spatiale
2.4.1 Les mesures in situ : géophysique et MNT
2.4.2 Les cartes de GAI
3 Analyse des sources d’hétérogénéités observées dans les mesures biophysiques : déterminants des variations spatiales et incertitudes
3.1 Les déterminants de la croissance des cultures dans l’espace
3.1.1 Le déficit hydrique et la pluviométrie
3.1.2 Dynamique des variables biophysiques et pédoclimatiques sur le site d’Auradé Flux
3.1.3 Dynamique des variables biophysiques et pédoclimatiques sur le sous-bassin versant du Montoussé
3.1.3.1 Les mesures du transect
3.1.3.2 La campagne spatialisée
3.2 Les incertitudes liées aux mesures biophysiques
3.2.1 L’incertitude de la représentativité des mesures biophysiques sur tournesol et blé
3.2.1.1 Résultats sur les mesures du tournesol
3.2.1.2 Résultats sur les mesures du blé
3.2.1.3 Conclusion
3.2.2 L’incertitude sur la représentativité spatiale
3.3 Conclusions
4 Le calage et l’évaluation du modèle STICS dans le contexte gersois
4.1 La formalisation de la réserve utile à partir des mesures sur sol argileux.
4.1.1 La relation DA vs humidité
4.1.2 Une réserve utile pour les sols argileux et à propriétés vertiques
4.1.2.1 Une méthode alternative au calcul de la RU
4.1.2.2 Comparaison des méthodes de calcul
4.1.3 Conclusion
4.2 La réserve utile avec le modèle STICS en contexte de sols vertiques
4.2.1 Optimisation des paramètres
4.2.1.1 Le choix d’une densité apparente initiale
4.2.1.2 Optimisation des paramètres du sol
4.2.2 Test de sensibilité à la densité apparente
4.2.2.1 Le protocole
4.2.2.2 Les résultats
4.2.3 Conclusion
4.3 Evaluation des performances locales de STICS selon le choix de formalisme
4.3.1 Protocole
4.3.2 Résultats
4.3.3 Conclusion
4.4 La propagation de l’incertitude de la réserve utile dans le modèle STICS
4.4.1 Matériels et méthodes
4.4.1.1 Le plan de simulation
4.4.1.2 Les outils statistiques
4.4.2 Résultats
4.4.2.1 Comparaison des scénarios sur le rendement et le cumul d’évapotranspiration final
4.4.2.2 Impact de l’incertitude liée à la profondeur maximale d’enracinement (Zalea)
4.4.2.3 Le poids des incertitudes dans la biomasse et le cumul d’évapotranspiration (Halea)
4.4.2.4 La réserve utile et l’incertitude finale des simulations
4.4.3 Conclusion
5 Spatialisation des entrées du modèle STICS par la méthode de modélisation statistique.
5.1 Towards a spatialization of soil forcing variables for modeling crop growth or mapping perspective at fine scale: a method for small data case
5.1.1 Materials and methods
5.1.1.1 Site characteristics
5.1.1.2 General approach
5.1.2 Results
5.1.2.1 Validation of method
5.1.2.2 Predictive performances
5.1.2.3 Aggregation impact
5.1.3 Discussion
5.2 Conclusion
6 La spatialisation du modèle STICS à l’échelle d’un sous-bassin versant
6.1 Matériels et méthodes
6.1.1 Données utilisées
6.1.2 Les scénarios
6.1.3 La modélisation des incertitudes du modèle STICS
6.2 Résultats
6.2.1 Evaluation des simulations spatialisées
6.2.2 Modélisation des erreurs de simulation
6.2.3 La carte de biomasse en fin de culture et de RMSE associées
6.3 Discussion et conclusion
Discussion et conclusion
Q1 : Quelles sont les contraintes méthodologiques à la spatialisation ?
Q2 : Le concept de RU est-il pertinent dans un contexte de sols à propriétés vertiques ?
Q3 : Quelles sont les sources d’incertitudes autour des mesures de sol et biophysiques ?
Q4 : Dans quelle mesure ce travail est transposable à d’autres situations ?
Perspectives
Bibliographie
Table des figures
Table des tableaux
Annexes
Liste des annexes :
1 Mesures biophysiques faites sur le sous-bassin versant du Montoussé
2 Résultats d’analyse sur les profils de sol de la campagne de mesures spatialisées
3 Les patterns spatiaux des variables de sortie des modèles de RU et N
4 Les Simulés-observés des simulations spatialisées
4.1 Scénarios mes+N
4.1.1 Tournesol
4.1.2 Blé
4.2 Scénarios mod+N
4.2.1 Blé
4.2.2 Tournesol

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