La symbiose fixatrice d’azote Légumineuses/rhizobiums
La fixation de l’azote atmosphérique (N2) se fait par plusieurs mécanismes dont le plus important et le plus connu est la fixation biologique par des micro-organismes libres ou vivant en symbiose avec certaines plantes comme les Légumineuses (Haynes et al 1986).
L’azote est l’un des éléments nutritifs majeurs utilisés par les plantes. C’est le quatrième constituant des plantes qui est utilisé dans l’élaboration de molécules importantes comme les protéines, les nucléotides, les acides nucléiques et la chlorophylle (Epstein et al 1972) . Il est donc essentiel à la croissance des végétaux, notamment pour la Terre (78 % de l’atmosphère) (Mbergue 2010). Toutes les formes de l’azote ne sont cependant pas assimilables par les végétaux (diazote (N2). La symbiose fixatrice d’azote permet à la plante d’assurer 40 à 90% de ses besoins nutritifs en azote en réduisant l’azote atmosphérique en azote minéral assimilable par la plante . La quantité d’azote ainsi fixé peut dépasser 400 kg/ha/an . L’association à bénéfice réciproque fait intervenir des bactéries de la famille des Rhizobiacees et la plupart des plantes de la famille des Légumineuses. L’association provoque la formation d’un organe nouveau, la nodosité ou nodule située sur les racines de la plante. Cette nodosité est le siège de la fixation biologique de l’azote grâce à une enzyme nommée nitrogénase ( Dixon et al 1986). En effet cette enzyme catalyse la réaction de réduction du diazote (N2) en ammoniaque (NH3), forme de l’azote assimilable par les végétaux (Mbengue 2010; Dommergues et al 1999) :
Par ces nodules, la plante hôte (la Légumineuse) offre un micro-habitat exceptionnellement favorable à la bactérie tout en lui procurant des substrats carbonés provenant de la photosynthèse. En retour, la bactérie fixe l’azote atmosphérique (N2) et le fournit à la plante hôte sous forme assimilable NH3 (Dommergues et al 1999).
Les partenaires de la symbiose Légumineuse-rhizobium
Les Légumineuses : Les Légumineuses ou Fabaceae constituent une des plus grandes familles des plantes à fleurs, avec plus de 730 genres et 19400 espèces, réparties aussi bien en milieu tempéré que tropical (Wojciechowski et al 2004). Les formes arborescentes prédominent dans les régions tropicales et les formes herbacées dans les régions tempérées (Dupont et al, 2007). Les Légumineuses ligneuses, telles qu’Acacia, pouvant fixer des quantités énormes de N2 (jusqu’à 600 kg /hectare/an) sont utilisées en agroforesterie (Sprent et Parsons, 2000). La famille des Légumineuses est très diversifiée au plan taxonomique avec trois sous-familles, les Caesalpinioideae, les Mimosoideae et les Papilionoideae . Les Papilionoideae constituent la sous-famille la plus grande avec 476 genres et environ 14000 espèces (Doyle et Luckow 2003). A l’exception de l’arachide, les Légumineuses d’intérêt agronomique (ex. soja, luzerne, pois, haricot) appartiennent aux clades des Galegoïdes et Phaeolides, de la sous-famille des Papilionoideae (Choi et al. 2004). La capacité des Légumineuses à former des associations symbiotiques avec des bactéries fixatrices d’azote atmosphérique, constitue un avantage des Légumineuses, qui a contribué au contenu élevé de protéines dans leurs tissus. On estime que 5 millions de tonnes d’azote qui sont fixées par les Légumineuses dans les écosystèmes naturels, ce qui contribue à la fertilité des sols (Graham et Vance 2003). Il faut noter que toutes les espèces appartenant aux Légumineuses n’ont pas la capacite de former des nodules. Le pourcentage des familles capables de noduler se répartit ainsi :Papilionoideae (97%), Mimosoideae (90%) et Ceasalpinioidedeae (23%) (Duhoux et al. 2004). Des études physiologiques ont montré que les Légumineuses peuvent être alimentées en azote par 2 voies : d’ une part l’assimilation du nitrate du sol absorbé par les racines et réduit, en général dans les feuilles par l’enzyme nitrate réductase, et d’ autre part par la fixation biologique de l’azote dont la nitrogénase des rhizobia constitue l’enzyme clé .
Les Rhizobia : Les bactéries symbiotiques de la famille des Rhizobiaceae sont capables de convertir efficacement l’azote atmosphérique qui est utilisé par l’hôte. Ces bactéries sont appelées rhizobiums (du grec rhiza: racine et bios: vie). Ce terme générique dérive du premier genre bactérien, Rhizobium décrit au XIXème siècle comme des bactéries qui vivent dans le sol et dans la rhizosphère avec le potentiel de former des nodules avec des Légumineuses). Cette famille des Rhizobiaceae contient sept genres à savoir : Rhizobium, Ensifer (Sinorhizobium) , Mesorhizobium (Jarvis et al. 1997), Allorhizobium, Azorhizobium (Dreyfus et al 1988), Shinella et Ciceribacter. Ces Rhizobia font partie de la subdivision des Alphaproteobacteria, un groupe important et diversifié de micro-organismes à Gram négatif. La plupart des bactéries nodulant les Légumineuses appartiennent à la classe des α-protéobactéries tandis que les β-protéobactéries, contiennent 2 genres bactériens qui nodulent les Légumineuses : Il s’agit des genres Burkholderia et Cupriavidus. Tous les genres α-rhizobium appartiennent à l’ordre des Rhizobiales, tandis que les genres β-rhizobium appartiennent à l’ordre des Burkholderiales. Certaines souches de rhizobia tolèrent la salinité jusqu’à 1 à 2% de NaCl .
Les étapes de la symbiose
La nodulation est considérée comme la première caractéristique de l’association symbiotique qui est strictement contrôlée par des mécanismes d’autorégulation interne de la plante hôte. La nodulation : La symbiose rhizobia-Légumineuse résulte d’une interaction spécifique entre la plante et la bactérie. L’établissement et le fonctionnement de la symbiose sont sous le contrôle génétique des deux partenaires. La reconnaissance entre les deux symbiotes est possible grâce à des échanges de signaux moléculaires.
Les étapes de la mise en place de la symbiose peuvent être énumérées dans un ordre chronologique : La bactérie et la plante hôte mettent en place un système de dialogue basé sur des échanges de molécules : dans un premier temps, les racines excrètent des substances inductrices qui attirent les rhizobia dans le voisinage de la racine et activent les gènes bactériens nod, qui codent pour les facteurs de nodulation Nod (Downie 1998; Ramos et Bisseling 2004; Ramos et Bisseling 2004). Ces facteurs, sécrétés par le rhizobium stimulent la division des cellules de la partie corticale des racines conduisant à la formation d’un méristème primaire (cellules en division active) . Infection du poil absorbant : les bactéries s’attachent à l’épiderme des poils absorbant (par croissance pôlaire), il s’en suit des modifications cytologiques intervenant dans le poil absorbant conduisant à sa courbure .
La formation des cordons d’infection : la croissance et le déplacement de la bactérie dans la racine entraînent la formation d’une excroissance ou filament infectieux (ou cordon d’infection) (Mylona et al 1995; Gage 2004). Le cordon d’infection progresse dans le poil absorbant puis franchit les parois des cellules du cortex racinaire en direction du méristème nodulaire et y déverse les rhizobia par endocytose. La division rapide des cellules corticales infectées entraîne la formation du nodule (Madigan et Martinko 2007). Les bactéries libérées dans les cellules nodulaires ont une physiologie et une nouvelle morphologie devenant ainsi des bactéroïdes. Les bactéroïdes sont enfermés individuellement ou à plusieurs dans des vésicules limitées par une membrane péribactéroidienne dérivant de la cellule hôte pour former un ensemble nommé symbiosome (une forme fixatrice d’azote).
Les symbioses mychoriziennes
Les recherches sur les associations mycorhiziennes retiennent l’attention depuis plus de 120 ans. C’est en 1885 qu’A.B. Frank donna le nom « mycorhize » à l’association entre les racines d’un arbre et d’un champignon ectomycorhizien (Frank 1885). Le mot mycorhize provient du grec «mycos» pour champignon et « rhiza » pour racine. Il définit donc une interaction entre des racines et des champignons. C’est en 1897 que Janse nomma la vésicule (Janse 1897), l’une des structures caractéristiques de certains champignons à arbuscules, et c’est ensuite ( Gallaud, J. 1905) qui nomma la structure de l’arbuscule, d’où l’appellation de champignon à arbuscules et à vésicules qui demeura longtemps. Les mycorhizes peuvent être morphologiquement et phylogénétiquement classées en deux groupes principaux :
Les ectomycorhizes où le champignon ne pénètre pas à l’intérieur des cellules racinaires. Il forme à l’extérieur des racines une sorte de manchon d’hyphes, et à l’intérieur il se développe entre les cellules formant une interface symbiotique appelée réseau de Hartig . Cette symbiose concerne la plupart des arbres des forêts tempérées et implique des champignons appartenant aux Basidiomycètes ou aux Ascomycètes.
Les endomycorhizes, où les champignons rentrent à l’intérieur des cellules racinaires pour réaliser les échanges avec la plante. Il existe 3 types d’endomycorhizes, les endomycorhizes à pelotons du type éricoïde ou associées aux orchidées, endomychorize à pelotons des Ericaceae et héliantheme et les endomycorhizes à arbuscules. Dans ce dernier cas les champignons concernés appartiennent au groupe monophylétique des Gloméromycètes.
Effet du stress salin sur les microorganismes et leurs plantes hôtes
La salinité est l’un des principaux facteurs environnementaux qui limitent la croissance et le développement des plantes . Plusieurs études ont montré que la croissance en hauteur , la production de biomasse des tiges et des racines sont négativement affectées par l’accroissement de la salinité. Certaines études ont montré que le sel réduit la colonisation des racines par les champignons mycorhiziens à arbuscules. D’autres études rapportent que la colonisation n’est pas réduite par la salinité .
La salinisation entraîne: Un accroissement de la pression osmotique qui rend l’eau plus difficilement mobilisable par les plantes; Une toxicité de certains ions pour les végétaux (Cl-, Na+, etc.).
Toutefois, ces conditions peuvent réduire le taux de colonisation racinaire et affaiblir la réussite de la mycorhization ( Dixon et al 1993). En effet, la salinité affecte la viabilité des hyphes mycorhiziens qui constituent les principales sources de la propagation des champignons (Requena et al 1996) et des arbuscules qui représentent le site privilégié des échanges entre les deux partenaires de la symbiose (S. E. Smith et al 1988; Gianinazzi et Wipf 2010). Cependant, certaines espèces de champignons mycorhiziens montrent une large gamme de tolérance à la salinité (Rosendahl 1991) qui dépendrait entre autres de leur habitat d’origine .
La salinité limite également la fixation symbiotique de l’azote atmosphérique. Elle affecte négativement : le processus de nodulation (Banet et al. 1996), l’activité respiratoire des bactéroïdes, ainsi que l’activité nitrogénase. Cet effet négatif a été corrélé avec une diminution des photosynthétats fournis pour les nodules (Georgiev et Atkins 1993) et une altération de la diffusion intranodulaire de l’oxygène par le sel . La salinité réduit la survie et la multiplication des rhizobia dans le sol et dans la rhizosphère. Elle affecte aussi le processus d’infection du rhizobium.
Table des matières
Introduction
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Généralité sur la symbiose végétale
2. La symbiose fixatrice d’azote Légumineuses/rhizobiums
2.1. Généralités
2.3. Les étapes de la symbiose
2.4. Bénéfices de la symbiose fixatrice d’azote
3. Les symbioses mychoriziennes
3.1. Les champignons mycorhiziens à arbuscules (CMAs)
3.2. Colonisation des champignons mycorhiziens à arbuscules
3.3. La classification des champignons mycorhiziens à arbiscules
3.4. Echanges bidirectionels entre les partenaires
3.5. Avantages des endomycorhizes à arbuscules
4. La salinisation
4.1. Définition
4.2. Causes de la salinisation
4.3. Effet du stress salin sur les microorganismes et leurs plantes hôtes
4.4. Effet du sel sur la fertilité du sol
5. Acacia nilotica
5.1. Description
5.2. Répartition géographique
5.3. Intérêt
5.4. Biologie de la plante
Matériel et méthodes
1. Matériel Végétal
2. Echantillonnage des sols
3. Piégeage des rhizobia sur Acacia nilotica
3.1. Préparation des graines
3.2. Culture des plantes d’Acacia nilotica en tube Gibson
3.3. Inoculation des plantes d’Acacia nilotica en tubes Gibson
3.4. Isolement des souches de rhizobium à partir des nodules
3.5. Test d’infection des isolats obtenus
4. Estimation du potentiel rhizobien des sols
4.1. Préparation de la suspension bactérienne
4.2. Amplification de l’IGS 16S-23S
4.3. Analyse du polymorphisme de longueur des fragments de restriction (RFLP)
4.4. Extraction des spores
4.5. Evaluation du taux de mycorhization des racines
5. Analyses statistiques
RESULTATS
1. Caractéristiques physico-chimiques des sols
2. Estimation du potentiel rhizobien des sols par MPN
3. Evaluation du potentiel rhizobien des sols
3.1. Piégeage des rhizobiums
3.2. Test d’infectivité des isolats et isolement des souches
3.3. Caractérisation génétique des souches par PCR/RFLP
4. Effet de la salinité sur la croissance des rhizobia
5. Diversité des champignons mycorhiziens à arbuscules des sols
5.1. Dénombrement et morphotypage des spores
5.2. Intensité et fréquence de mycorhization sur A. nilotica
5.3. Effets de la mycorhization sur le poids sec aérien et racinaire
Références bibliographiques
ANNEXE
