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METHODOLOGIE
Cadre de l’étude
Notre étude a été menée au laboratoire du Centre Hospitalier National d’Enfants Albert Royer (CHNEAR) de Dakar.
Le centre hospitalier national d’enfants Albert Royer (CHNEAR)
Le Centre Hospitalier National d’Enfants Albert Royer a été créé en 1982. C’est un Centre Hospitalier National de référence. Il constitue un site de surveillance sentinelle des infections à rétrovirose sous l’égide du Ministère de la Santé, de la prévention et de l’Action Sociale et de l’OMS. Le CHNEAR, situé au sein du CHU de Fann, comporte 5 entités :
– Un service de pédiatrie médicale ;
– Une clinique de chirurgie pédiatrique ;
– Un laboratoire ;
– Un service de Radiologie ;
– Une pharmacie.
Le laboratoire ou pavillon J constitue un grand bâtiment, comprenant plusieurs salles :
– La salle de prélèvement, pour les malades externes ;
– La grande salle qui regroupe les paillasses de Biochimie, d’Hématologie et de Parasitologie,
– La salle de Bactériologie-virologie où se pratiquent les techniques d’analyses bactériologiques et virologiques. La paillasse de Parasitologie nous a servi de cadre pour la première partie de notre étude.
Type et période d’étude
Nous avons réalisé une étude rétrospective et descriptive à viser analytique au niveau du laboratoire de Parasitologie-Mycologie du CHNEAR allant du 1er Janvier 2018 au 31 Décembre 2019.
Population d’étude
La population d’étude était représentée par tous les sujets ayant bénéficié d’un examen parasitologique des selles au niveau du laboratoire du Centre Hospitalier National d’Enfant Albert Royer (CHNEAR) de Dakar.
Collecte de données
Outils de collecte
L’outil de collecte des données était constitué par les registres de paillasses spécialement conçus pour les examens parasitologiques de selles.
Variables étudiées
Nous avons étudié les variables suivantes :
A) Les caractères socio-démographiques :
– L’âge qui a été défini en 2 catégories : moins de 5 ans et de 5 à 15 ans
– Sexe
B) Le statut du patient
C) Le diagnostic évoqué
D) La saison qui a été définie en saison sèche (octobre à Juin) et saison humide (Juillet, Août et Septembre)
E) Biologiques :
– Examen macroscopique (consistance, couleur)
– Examen microscopique (flore, hématies, leucocytes, levures) Examens de laboratoire réalisés
Examen de selles réalisé au laboratoire du CHNEAR Le prélèvement constitue une étape essentielle pour la qualité des résultats. Un pot est remis au patient qui se présente au laboratoire avec un bulletin de KAOP (Kystes Amibes Œufs Parasites) pour le recueil des selles. Ce dernier se faisait le jour au domicile du patient, puis les pots étaient déposés le même matin au laboratoire entre 8h et 11h, délai au terme duquel les pots étaient acheminés au niveau de la paillasse de parasitologie pour l’examen parasitologique des selles.
Examen macroscopique
Il consiste à noter la couleur et la consistance des selles ainsi que la présence éventuelle de sang, de débris, de glaires et de pus. Il permet, d’autre part, de déceler certains parasites sous forme adulte tels que : les anneaux de tænia, les vers d’ascaris etc…
Examen microscopique
Examen des selles à l’état frais
C’est la première étape de l’examen microscopique des selles. Elle permet d’observer des formes végétatives vivantes.
Description technique : Déposer sur une lame porte-objet une goutte de sérum physiologique et une parcelle de selles prélevée, à plusieurs endroits de l’échantillon, mélanger de façon homogène, recouvrir d’une lamelle puis observer au microscope optique à l’objectif 10x puis à l’objectif 40x. NB : les selles liquides ne sont pas diluées.
Examen des selles après coloration au Lugol
Description technique : Ajouter une goutte de Lugol sur la préparation, mélanger avant de recouvrir d’une lamelle. Le Lugol colore en jaune les kystes et en brun foncé les vacuoles intracytoplasmiques. Le noyau, les cristalloïdes et la membrane cytoplasmique apparaissent par réfringence.
NB : Le Lugol détruit les formes végétatives de Trichomonas intestinalis.
Examen après concentration par la méthode de Ritchie modifiée
Principe : C’est une technique physico-chimique ou diphasique de concentration basée sur la balance hydrophile-lipophile des particules fécales (débris, parasites) mises en présence de deux phases liquides non miscibles :
Une phase aqueuse représentée par la dilution fécale (solution de formol à 10%) et un solvant des graisses (solution d’éther).
Procédure : La concentration de selles pour la recherche de parasites doit se faire à partir de selles fraiches émises et fixées dans du formol.
– Mélanger 1 volume de selle dans 10 volumes de formol à 10%
– Laisser sédimenter 1mn
– Tamiser avec 1 bande de gaze
– Recueillir entre 3 et 10 ml de filtrat dans un tube à centrifuger à fond conique.
– Ajouter un volume égal d’éther
– Boucher le tube avec un bouchon
– Emulsionner en agitant vigoureusement pendant 30s à 1mn.
– Déboucher avec précaution (évacuation des gaz)
– Centrifuger à 5000 tours pendant 10 min : obtention de 4 couches.
– Verser le surnageant
– Retourner le tube et prélever le culot à l’aide d’une pipette pasteur.
– Déposer sur une lame, recouvrir d’une lamelle puis examiner au microscope aux objectifs x10etx40.
Saisie et analyse des données
Nos données ont été saisies sur le logiciel Excel et analysées à l’aide du logiciel Epi info version
Les variables quantitatives étaient décrites en termes de moyennes. Des comparaisons inter groupe étaient effectuées en utilisant les tests de Student ou un test ANNOVA après vérification des conditions d’application de ces tests. Lorsque les conditions n’étaient pas respectées le choix était porté sur des tests non paramétriques (Manwhitney, kruskall Wallis). Les variables qualitatives étaient décrites en termes d’effectifs et de pourcentages de données renseignées. Le seuil de significativité des tests statistiques était fixé à 5%.
RESULTATS
Les caractères socio-demographiques et le statut des patients
Au total 1426 enfants ont été inclus dans notre étude. L’âge des enfants variait entre 2 mois et 15 ans avec une moyenne de 5,15 ans. La répartition en fonction de la catégorie d’âge avait montré que la population d’étude était majoritairement constituée d’enfants de moins de 5 ans avec un effectif de 750 soit 52,59%. Les enfants de 5 ans et plus représentaient 47,41%. Notre population d’étude était principalement constituée de sujets de sexe masculin avec 59,96% contre 40,04% pour les sujets de sexe féminin avec sexe ratio de 1,50. Selon le statut hospitalisé ou non, nos résultats ont montré que la population d’étude était majoritairement représentée par les sujets non hospitalisés 61,15%. Les sujets hospitalisés représentaient environ 3,16%%.
Table des matières
INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : GENERALITES SUR LES PARASITOSES INTESTINALES
I. PROTOZOOSES INTESTINALES
I.1. Amibiase intestinale
I.1.1. Généralités
I.1.2. Le parasite
I.1.2.1. Morphologie
1.1.2.2. Biologie
I.1.2.3. Symptomatologie
I.1.2.4. Diagnostic
I.1.2.5. Traitement
I.1.2.6. Prophylaxie
I.2. Trichomonose intestinale
I.2.1. Généralités
I.2.2. Le parasite
I.2.2.1. Morphologie
I.2.2.2. Biologie
I.2.2.3. Symptomatologie
I.2.2.4. Diagnostic
I.2.2.5. Traitement
I.2.2.6. Prophylaxie
I.3. Giardiase
I.3.1. Généralités
I.3.2. Le parasite
I.3.2.1. Morphologie
I.3.2.2. Biologie
I.3.2.3. Symptomatologie
I.3.2.4. Diagnostic
I.3.2.5. Traitement
I.3.2.6. Prophylaxie
I.4. Balantidiose
I.4.1. Généralités
I.4.2. Le parasite
I.4.2.1. Morphologie
I.4.2.2. Biologie
I.4.2.3. Symptomatologie
I.4.2.4. Diagnostic
I.4.2.5. Traitement
I.4.2.6. Prophylaxie
I.5. Coccidioses
I.5.1. Généralités
I.5.2. Le Parasite
I.5.2.1. Morphologie
I.5.2.2. Biologie
I.5.2.3. Symptomatologie
I.5.2.4. Diagnostic
I.5.2.5. Traitement
I.5.2.6. Prophylaxie
I.6. Blastocystose
I.6.1. Généralités
I.6.2. Le parasite
I.6.2.1. Morphologie
I.6.2.2. Biologie
I.6.2.3. Symptomatologie
I.6.2.4. Diagnostic
I.6.2.5. Traitement
I.6.2.6. Prophylaxie
II. HELMINTHIASES INTESTINALES
II.1 Nématodoses
II.1.1. Ascaridiose
II.1.1.1. Généralités
II.1.1.2. Le parasite
II.1.1.2.1. Morphologie
II.1.1.2.2. Biologie
II.1.1.2.3. Symptomatologie
II.1.1.2.4. Diagnostic
II.1.1.2.5. Traitement
II.1.1.2.6. Prophylaxie
II.1.2. Trichocéphalose
II.1.2.1. Généralités
II.1.2.2. Le parasite
II.1.2.2.1. Morphologie
II.1.2.2.2. Biologie
II.1.2.2.3. Symptomatologie
II.1.2.2.4. Diagnostic
II.1.2.2.5. Traitement
II.1.2.2.6. Prophylaxie
II.1.3. Oxyurose
II.1.3.1. Généralités
II.1.3.2. Le parasite
II.1.3.2.1. Morphologie
II.1.3.2.2. Biologie
II.1.3.2.3. Symptomatologie
II.1.3.2.4. Diagnostic
II.1.3.2.5. Traitement
II.1.3.2.6. Prophylaxie
II.1.4. Anguillulose
II.1.4.1. Généralités
II.1.4.2. Le parasite
II.1.4.2.1. Morphologie
II.1.4.2.2. Biologie
II.1.4.2.3. Symptomatologie
II.1.4.2.4. Diagnostic
II.1.4.2.5. Traitement
II.1.4.2.6. Prophylaxie
II.1.5. Ankylostomose
II.1.5.1. Généralités
II.1.5.2. Le parasite
II.1.5.2.1. Morphologie
II.1.5.2.2. Biologie
II.1.5.2.3. Symptomatologie
II.1.5.2.4. Diagnostic
II.1.5.2.5. Traitement
II.1.5.2.6. Prophylaxie
II.2. Trématodoses
II.2.1. Bilharziose intestinale
II.2.1.1. Généralités
II.2.1.2. Le parasite
II.2.1.2.1. Morphologie
II.2.1.2.2. Biologie
II.2.1.2.3. Symptomatologie
II.2.1.2.4. Diagnostie
II.2.1.2.5. Traitement
II.2.1.2.6. Prophylaxie
II.3. Cestodoses
II.3.1. Taeniasis à Taenia saginata et Taenia solium
II.3.1.1. Généralités
II.3.1.2. Le parasite
II.3.1.2.1. Morphologie
II.3.1.2.2. Biologie
II.3.1.2.3. Symptomatologie
II.3.1.2.4. Diagnostic
II.3.1.2.5. Traitement
II.3.1.2.6. Prophylaxie
DEUXIEME PARTIE : TRAVAIL EXPERIMENTAL
I. METHODOLOGIE
I.1. Cadre de l’étude
I.1.1. Le centre hospitalier national d’enfants Albert Royer
I.2. Type et période d’étude
I.3. Population d’étude
I.4. Collecte de données
I.4.1. Outils de collecte
I.4.2. Variables étudiées
I.5. Examens de laboratoire réalisés
I.5.1. Examen de selles réalisé au laboratoire du CHNEAR
I.5.1.1. Prélèvement
I.5.1.2. Examen macroscopique
I.5.1.3. Examen microscopique
I.6. Saisie et analyse des données
II. RESULTATS
II.1. Les caractères socio-demographiques et le statut des patients
II.2. Répartition en fonction de la saison
II.3. Répartition en fonction du diagnostic évoqué
II.4. Résultats de l’examen macroscopique
II.5. Résultats de l’examen microscopique
II.6. Prévalence des parasitoses intestinales
II.6.1. Répartition selon les espèces parasitaires rencontrées
II.6.2. Variation de la prévalence des parasitoses intestinales en fonction des caractéristiques socio-démographiques et le statut du patient
II.6.3. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de la saison
II.6.4. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction du diagnostic évoqué
II.6.5. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction des résultats l’examen macroscopique
II.6.5.1. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de la consistance des selles
II.6.5.2. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de la couleur des selles
II.6.6. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de l’examen microscopique
II.6.6.1. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de la flore intestinale
II.6.6.2. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction de la présence d’hématies
II.6.6.3. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction des leucocytes
II.6.6.4. Prévalence des parasitoses intestinales en fonction des levures
III.DISCUSSION
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
