SYSTEME ABO ET POLYMORPHISME DU GENE EBA-175 DE Plasmodium falciparum

Physiopathologie du paludisme

Signes cliniques Fièvre, c’est le symptôme majeur du paludisme humain, utilisée habituellement comme marqueur clinique de la maladie (Smith et al., 1995). Anémie, elle est due à la lyse des globules rouges (GR) parasités et dépend de la parasitémie (Waitumbi et al., 2000). Convulsion, elle est provoquée par la libération des cytokines ainsi que l’obstruction des vaisseaux sanguins par les GR parasités qui conduit à l’hypoxie. Elle est fréquemment rencontrée au cours du neuropaludisme (Marsh, 1992)

Formes cliniques du paludisme 

Accès palustre simple

Les symptômes du paludisme commencent à se prononcer à partir du stade intra-érythrocytaire du cycle de développement du parasite. La fièvre, lors de l’accès simple survient au moment de la lyse des hématies qui libèrent les mérozoïtes, l’hémozoïne (pigment malarique) et d’autres antigènes parasitaires (Angulo et Fresno, 2002). Au cours de l’infection palustre, le système phagocytaire débarrasse l’organisme non seulement des pigments malariques, mais aussi des débris érythrocytaires ce qui aboutit à l’hépatosplénomégalie (Newton et Krisna, 1998).

Accès palustres graves et compliqués

Seule l’espèce P. falciparum et dans certains cas P. vivax sont responsables du paludisme grave et compliqué. Ces cas graves s’observent surtout chez les sujets non-immuns (jeunes enfants, femmes enceintes, expatriés, sujets vivants en zone hypoendémique). Les concepts physiopathologiques du paludisme grave font intervenir deux phénomènes interdépendants :  la séquestration des hématies parasitées,  le phénomène immunologique (Rowe et al., 1995, 1997). Trois éléments déterminent la pathogénicité du Plasmodium : le parasite lui-même, l’hôte et l’environnement. Des interactions spécifiques interviennent entre le parasite et l’hôte et aboutissent à diverses manifestations cliniques du paludisme. Parmi ces interactions, nous 8 pouvons citer : l’invasion des globules rouges, la fixation de GR non parasités par des GR parasités formation de rosettes ou « Rosetting », l’adhésion des GR parasités aux cellules endothéliales dans les petits vaisseaux (Cytoadhérence), la production de toxines par les parasites (Rowe et al., 2009 ; Craig et al., 2012). Figure 2 : Pathogénèse du paludisme à Plasmodium falciparum (Taylor et al., 2013) 

Invasion des globules rouges

L’invasion des globules rouges par le Plasmodium contribue indirectement à la physiopathologie du paludisme, car elle est indispensable à l’expansion de la population parasitaire au stade sanguin (Chitnis et Blackman, 2000). Il s’agit d’un processus hautement spécifique, ordonné et séquentiel ne dépassant pas 30 secondes. Le mérozoïte s’attache à une hématie susceptible puis s’oriente de manière à apposer son complexe apical sur la membrane de l’hématie. Une invagination se forme, à l’intérieur de laquelle s’introduit le mérozoïte. Cette invagination finit par former une vacuole parasitophore autour du mérozoïte. Les molécules de surface du globule rouge auxquelles se fixe le mérozoïte ont fait l’objet de nombreuses recherches. Les sialoglycoproteines ou glycophorines (GPs) spécialement la GP-A et la GP-B ont été les premiers récepteurs identifiés (Pasvol et al., 1982) mais on peut aussi citer la GP-C, l’antigène du groupe sanguin A. Du côté du parasite, les ligands parasitaires impliqués sont 9 l’EBA-175 (Erythrocyte Binding Antigen 175), le MSP1 le MSP-2-4/5 (Mérozoïte Surface Proteins), l’AMA-1 (Apical Membrane Antigen), les RAP1, 2, 3 (Rhoptry associated protein) etc. Pour un individu donné, et pour une souche parasitaire donnée, la gravité du paludisme dépend intimement de la charge parasitaire. Cette dernière est liée en partie à la capacité du parasite à infecter les globules rouges et à se multiplier à l’intérieur de ce dernier. Des parasites isolés de patients présentant un paludisme grave ont montré un taux initial de multiplication in vitro 3 fois supérieur à ceux de parasites isolés de patients avec paludisme simple. I.3.4 Gène EBA-175 (Erythrocyte Binding Antigen 175) Le gène EBA-175 est une protéine de 175 kDa, située dans le micronème à l’extrémité apicale des mérozoïtes, qui se lie aux résidus d’acide sialique sur la glycophorine A pour négocier l’entrée dans l’érythrocyte (Peek et al., 2006). Le domaine de liaison aux récepteurs de l’EBA175 a été localisé à l’extrémité N-terminale, un domaine riche en cystéine, la région RII (Mamillapalli et al., 2006). EBA-175 est divisé en sept régions classées de I à VII (Adams et al., 1992). La région III est composée des segments F (souche FCR3) et C (souche Camp) qui définissent la famille allélique des séquences dimorphiques. La différence majeure entre les deux protéines dimorphiques est la présence d’un petit ensemble de résidus d’acides aminés. La protéine Camp EBA-175 contient un domaine de 113 résidus d’acides aminés appelé segment C, et la protéine FCR-3 EBA-175 un domaine de 139 résidus désigné comme le segment F (Ware et al., 1993). Ces domaines sont également impliqués dans l’interaction entre le mérozoïte et le globule rouge. Bien qu’ils ne possèdent pas d’homologie de séquence significative, lorsqu’ils sont exprimés in vitro, ils se lient tous les deux aux érythrocytes de manière indépendante de l’acide sialique et contiennent des épitopes à réactivité croisée (Kain et al., 1993). Figure 3 : Erythrocyte binding antigen 175 (EBA-175) (Badiane et al., 2012) 

Diagnostic biologique du Plasmodium falciparum 

Diagnostic direct

Recherche directe du parasite dans le sang sur frottis et goutte épaisse La technique classique consiste à révéler les hématozoaires sur un frottis et une goutte épaisse colorée au Giemsa. Le frottis permet de faire un diagnostic d’espèces par distinction des différents stades intra-érythrocytaires et d’estimer la parasitémie alors que la goutte épaisse concentre les parasites et offre une meilleure sensibilité par contre le diagnostic d’espèce est plus difficile. Ces deux techniques sont complémentaires et il est recommandé de les associer. Autres techniques – Tests de diagnostic rapide immunochromatographiques (TDR) Le principe de ces tests est la détection de protéines spécifiques de Plasmodium (antigènes HRP-2, enzymes parasitaires, LDH ou aldolase) en chromatographie sur un support solide. – QBC Malaria® (Quantitative Buffy Coat) Il s’agit d’une technique basée sur une centrifugation en tube capillaire et un marquage non spécifique des parasites par un fluorochrome (acridine orange). Biologie moléculaire : Polymerase chain reaction (PCR) ou technique d’amplification par PCR Elle peut constituer une aide au diagnostic dans certains cas difficiles. Mais leur temps de réalisation et leur coût ne sont pas encore compatibles pour une utilisation en routine (ANOFEL, 2014). 

Diagnostic indirect

La sérologie n’est d’aucun apport pour le diagnostic d’urgence de l’accès palustre ; une sérologie positive signe uniquement un contact préalable avec le parasite. Néanmoins elle peut être utile pour : le diagnostic rétrospectif d’un accès palustre ; le diagnostic d’un paludisme viscéral évolutif ou d’une splénomégalie palustre hyperactive ; le contrôle des donneurs de sang ou d’organes à risque ; les enquêtes épidémiologiques (ANOFEL, 2014)