Identification des souches de Toxoplasma gondii
isolées

Cycle évolutif du toxoplasme

Toxoplasma gondii est une coccidie intestinale du chat. Elle est la seule espèce du genre Toxoplasma (annexe 1). Le toxoplasme est capable d‟infecter tous les organismes homéothermes par l‟un des trois stades évolutifs suivants : tachyzoïte, bradyzoïte ou sporozoïte (figure 1). Les tachyzoïtes augmentent la densité parasitaire chez l‟hôte ; bradyzoïtes et sporozoïtes sont protégés dans des structures kystiques et permettent la transmission entre hôtes. Le cycle parasitaire peut s‟effectuer entre hôte définitif et hôtes intermédiaires (cycle sexué) ou entre hôtes intermédiaires (cycle asexué) (figure 2). Le cycle sexué débute dans l‟épithélium intestinal des félins. Une schizogonie puis une gamétogonie aboutissent à la formation d‟oocystes immatures qui sont émis en grande quantité avec les fèces. Après sporulation, les oocystes sont rapidement disséminés et conservent leur pouvoir infectant dans le sol et l‟eau pendant plusieurs mois. Leur ingestion par les hôtes intermédiaires entraîne le dékystement des sporozoïtes et leur conversion en tachyzoïte (phase aiguë). Une phase chronique s‟établit après différenciation des tachyzoïtes en bradyzoïtes. Ces derniers se regroupent pour former des kystes qui semblent perdurer toute la vie de l‟hôte, plus particulièrement dans les tissus nerveux et musculaires. Le cycle est complet quand l‟hôte définitif s‟infecte en ingérant une proie contenant des kystes. Le cycle asexué a lieu entre hôtes intermédiaires. L‟ingestion de kystes tissulaires est à l‟origine d‟une série de différenciations bradyzoïte → tachyzoïte → bradyzoïte, qui aboutit à la formation et à la persistance de kystes tissulaires. Figure 1: Les différents stades évolutifs de Toxoplasma gondii.(A) Ultrastructure d‟un 21 tachyzoïte en microscopie électronique : c, conoïde ; dg, granule dense ; m, micronème ; n, noyau ; pv, vacuole parasitophore ; r, rhoptrie. (B) Un kyste libérant ses bradyzoïtes après digestion trypsique de la paroi kystique (photo M.L. Dardé). (C) Stades entéroépithéliaux : Ma, macrogamétocyte ; Mi, microgamétocyte ; S, schizonte (Ferguson, 2004). (D) Oocyste non sporulé. (E) Oocyste sporulé contenant deux sporocystes renfermant chacun quatre sporozoïtes (flèches) (Dubey, Lindsay, et al., 1998). Figure 2 : Cycle évolutif de Toxoplasma gondii (Ferguson, 2002).

Oocystogenèse

Stades entéroépithéliaux

Les stades entéroépithéliaux (mérozoïtes, stades sexués et oocyste) ont été décrits chez le chat domestique (Felis catus) après infection expérimentale par des kystes. Ce mode de contamination semble naturellement prépondérant chez les félins. Après ingestion, la paroi kystique est détruite par les enzymes gastriques et les bradyzoïtes sont libérés dans l‟estomac. La résistance relative des bradyzoïtes à la pepsine (3 heures (h) en conditions expérimentales ; Dubey, 1998a) leur permet de coloniser l‟épithélium jéjunal 2 h après infection (Dubey et Frenkel, 1972). La colonisation d‟un entérocyte entraîne la formation d‟une vacuole parasitophore à paroi épaisse (Hutchison et al., 1971, Ferguson et al., 1974), un déplacement et une hypertrophie nucléaire (Dubey et Frenkel, 1972), et une réduction de la taille des microvillosités qui perdure jusqu‟à la fin de l‟émission des oocystes 22 (Ferguson et al., 1976). Une même cellule peut héberger plusieurs stades de développement (Hutchison et al., 1971). L‟infection provoque des modifications structurales des entérocytes même s‟ils n‟hébergent pas de parasite (Ferguson et al., 1976). Tous les stades intestinaux du parasite contiennent des granules d‟amylopectine (Dubey et Frenkel, 1972). 

Mérozoïtes

Les mérozoïtes se développent au sein de schizontes de types A à E. Leur morphologie a été décrite par Dubey et Frenkel (1972) et Speer et Dubey (2005). Ferguson et al. (1974) ont décrit en microscopie électronique, un type unique, 7 jours après infection, ce qui correspond chronologiquement à un type D ou E (Dubey et Frenkel, 1972). Cette description est retenue ci-dessous. Le jeune schizonte possède une chromatine distribuée en petites mottes (critère de différenciation avec le jeune microgamétocyte). Deux membranes en forme de dômes apparaissent près de chaque noyau et deviennent la membrane interne des futurs mérozoïtes. Les mérozoïtes se développent jusqu‟à l‟assimilation complète du cytoplasme du schizonte. La membrane externe du schizonte devient au fur et à mesure du développement des mérozoïtes leur membrane externe par invagination et fusion. Les mérozoïtes formés se séparent, se retrouvent libres dans la vacuole parasitophore et quittent la cellule hôte pour infecter de nouvelles cellules.

Microgamétocyte et microgamètes mâles 

Les microgamétocytes immatures ressemblent aux types D et E mais leurs noyaux sont plus petits et entourés d‟un halo clair (Dubey et Frenkel, 1972). Le noyau du jeune microgamétocyte se divise pour former jusqu‟à 32 noyaux qui se concentrent à sa périphérie. A partir de chaque noyau, une extrusion apparaît en dehors du microgamétocyte ; elle contient un microgamète en développement (Ferguson et al., 1974). A maturité, le microgamète est biflagellé et possède un noyau dense et allongé et une mitochondrie unique. Les microgamètes s‟échappent du microgamétocyte et se trouvent libre dans la vacuole parasitophore. Chaque microgamétocyte (7-10 x 5-8 µm) donne naissance à 6 à 32 microgamètes, en moyenne 12 (4-5 µm, flagelle 6-10 µm). Les microgamétocytes représentent 2 à 4% du total des gamétocytes matures (Hutchison et al. 1971 ; Dubey et Frenkel, 1972). 

 Macrogamétocyte et macrogamète femelle 

Les macrogamétocytes immatures ont un grand noyau et ressemblent aux types D et E (Dubey et Frenkel, 1972). La phase de différenciation en macrogamète est marquée par l‟accumulation de matériel nourricier sous forme de granules lipidiques et polysaccharidiques, et par l‟apparition d‟organites spécialisés dans la formation de la paroi de l‟oocyste appelés « wall forming bodies » (WFB) (Ferguson et al., 1975). A maturité, le macrogamète mesure 7-8 x 4-7 µm et est entouré d‟une pellicule percée de nombreux micropores (Dubey et Frenkel, 1972). 

 Fécondation 

La fécondation du macrogamète par un microgamète n‟a jamais été observée. Compte tenu du sex – ratio très favorable aux macrogamètes, la fécondation ne serait pas le seul processus intervenant dans la production de plusieurs dizaines de millions d‟oocystes. Ainsi, les macrogamètes non fécondés pourraient subir une parthénogenèse pour former des oocystes capables de sporuler (Ferguson, 2002). 

Formation de la paroi de l‟oocyste 

Le stimulus déclenchant la formation de la paroi de l‟oocyste pourrait être la fécondation du macrogamète. La paroi de l‟oocyste est composée de plusieurs couches qui apparaissent au cours du développement du jeune oocyste. L‟apparition d‟une couche est liée à la disparition concomitante d‟un type de WFB (ou W dans les figures 3A, 3B et 3D). Les WFB1 mesurent 0,35 µm de diamètre et sont protégés par une membrane unique. Ils se développent par bourgeonnement à partir du réticulum endoplasmique lisse (REL). Deux populations de WFB1 coexistent dans le macrogamète mature. Les WFB1a sont périphériques, ont un contenu homogène dense aux électrons et réagissent avec un sérum polyclonal anti-MIC4 (antigène de micronème) (Ferguson et al., 2000 ; Brecht et al., 2001) .Les WFB1b occupent une position plus centrale, ont un contenu hétérogène et sont MIC4 négatifs. Les WFB2 se forment dans les lacunes du réticulum endoplasmique rugueux (RER). A maturité, ils mesurent 1,2 µm, sont moins denses aux électrons et moins nombreux que les WFB1. Ils sont limités par une double membrane dont la plus externe provient du RER. Les WFB2 sont MIC4 négatifs (Ferguson et al., 2000). La formation de la paroi de l‟oocyste non sporulé débute par l‟agrégation de matériel de nature inconnue à l‟extérieur de la pellicule du macrogamète (couche 1). Une deuxième puis une troisième couche (parfois confondues) apparaissent sous la couche 1. Les couches 1, 2 et 3 forment un voile lâche MIC4 positif entourant l‟oocyste (Ferguson et al., 2000) (figures 3B, 3C et 3E). Sa formation est associée à la disparition des WFB1a, auxquels le nom de VFB (pour veil-forming bodies) a été donné récemment (Ferguson et al, 2000). La fonction de ce voile n‟est pas connue. Il peut être observé après émission et sporulation (Speer et al, 1998). La formation de la couche 4 est associée à la disparition des WFB1b (figure 3B). La couche 4 se forme entre le voile et la pellicule (figure 3C). La couche 4 est électron-dense (figure 3E). La couche 5, plus épaisse, se forme entre la couche 4 et la pellicule. Elle apparaît moins dense aux électrons. La formation de cette couche est associée à la disparition des WFB2 (figures 3D et 3E).