La réversion de l’oxydation par les systèmes des thiorédoxines et des glutarédoxines

Le pouvoir redox du système thiorédoxine (thiorédoxines, comme RdCVFL, thiorédoxine réductase (TXNRD) et NADPH), et du système glutathion (GSH) (GSH, glutathion réductase et NADPH) repose tous les deux sur le métabolisme du glucose par la voie des pentoses phosphates (Leveillard and Ait-Ali, 2017; Leveillard and Sahel, 2017). Selon la théorie du vieillissement des radicaux libres, proposée pour la première fois par Harman en 1956 (Harman, 1956), les radicaux libres (ERO) sont produits en continu dans la cellule en tant que produit du système aérobie et produisent des dommages oxydatifs pendant le vieillissement (Bokov et al., 2004). La restriction calorique, qui abaisse le métabolisme du glucose, est le seul schéma sans équivoque efficace pour prolonger considérablement la durée de vie de la plupart des organismes et est connue pour augmenter la résistance à divers stress oxydatifs chez de nombreux animaux (Finkel, 2015). Les espèces azotées réactives (ERA) sont produites lorsque l’ion superoxyde O2 •- réagit avec l’oxyde nitrique (NO) produit par les NO synthases (NOS1-3). Afin de contrecarrer les dommages des macromolécules par les ERO et les ERA, des conditions d’oxydoréduction appropriées ou pouvoir redox, doivent être maintenues dans l’environnement La réversion de l’oxydation par les systèmes des thiorédoxines et des glutarédoxines 105 intracellulaire. Par conséquent, les organismes aérobies ont développé plusieurs systèmes antioxydants. Des molécules antioxydantes telles que l’acide urique, le glutathion (GSH) et les vitamines C et E éliminent les ERO et les ERA pour prévenir les dommages oxydatifs. Les enzymes antioxydantes détoxifient les ERO/ERA, en composés chimiquement moins réactifs. Paradoxalement, le rôle protecteur des antioxydants a été remis en cause par l’observation selon laquelle chez l’homme les antioxydants empêchent les effets bénéfiques pour la santé de l’exercice physique (Ristow et al., 2009). Alternativement, les enzymes réparatrices réduisent les groupes oxydés dans les macromolécules. Il est important de noter que l’oxydation réversible du groupe thiol dans les cystéines et les méthionines est le rationnel de la signalisation redox (Pillay et al., 2016). La cystéine est un acide aminé rarement utilisé qui représente environ 2% des acides aminés dans les protéines eucaryotes. Les ERO et les ERA peuvent induire des signaux redox au moyen de modifications oxydatives des cystéines et méthionines. Le gros atome de soufre polarisable dans un groupe thiol est riche en électrons et hautement nucléophile. Par conséquent, les cystéines peuvent subir une large gamme de réactions chimiques déjà décrites plus haut et même être S-thiolé en CS-SG (Kim et al., 2015). Les modifications de l’acide sulfonique, la forme la plus oxydée du groupe thiol, sont irréversibles et sont donc des dommages délétères, tout comme les adduits 4-hydroxy-2-nonénal (HNE) (Chung et al., 2013). Les cystéines diffèrent dans leurs propriétés de réactivité en fonction du microenvironnement de la protéine, et toutes les cystéines ne sont pas sensibles aux oxydations. La plupart de ces oxydations sont réversibles par une réduction catalysée par des oxydoréductases, telles que les thiorédoxines (TXN1 et 2), les glutarédoxines (GLRX1-3 et 5) et la sulfirédoxine (SRXN1) pour la Ssulfinylation (SO2H). Le prototype des thiorédoxines, TXN1, est une protéine de 12 kDa avec un groupe disulfure/dithiol conservé actif redox C32GPC35 (Figure 33A). TXN1 réduit catalyse la réduction des liaisons disulfure dans de nombreuses protéines, et la TXN1 oxydé est réduit de manière réversible par l’action des thiorédoxines réductases (TXNRD1-3) et du NADPH (Holmgren, 1985). De plus, TXN est aussi sécrété par les cellules par un mécanisme jusqu’alors inconnu qui ne dépend pas d’un peptide signal (Rubartelli et al., 1992). Les souris transgéniques surexprimant TXN1 humain ont une augmentation statistiquement significative de la durée de vie (Mitsui et al., 2002). 

La voie de biosynthèse des hexosamines

La O-N-acétylglucosaminylation (O-GlcNAcylation) est une modification posttraductionnelle réversible qui contrôle l’activité, la localisation ou la stabilité des protéines en réponse à l’environnement nutritionnel de la cellule. Elle correspond à l’addition de Nacétyglucosamine sur des résidus sérine ou thréonine des protéines. (Collins and Chatham, 2020). La modification de la O-GlcNAcylation est induite dans diverses conditions de stress cellulaire, comme par exemple l’hyperglycémie (Gurel and Sheibani, 2018). Cette modification réversible dépend de la disponibilité du glucose et constitue un mécanisme par lequel les activités cellulaires sont régulées en fonction de l’apport de nutriments. La O-GlcNAcylation est le produit final de la voie de biosynthèse de l’hexosamine (HBP) une branche de la glycolyse. Seuls 2 à 3% du fructose-6-P entrent dans la HBP, 97 à 98% dans la glycolyse. La HBP nécessite du glucose, de la glutamine, de l’acétyl-CoA et de l’uridine triphosphate (UTP) (Figure 35A). L’enzyme limitante de la O-GlcNAcylation est la glutamine-fructose-6- phosphate aminotransférase (GFAT) qui catalyse la production de glucosamine-6-phosphate (GlcN-6P) en utilisant à la fois le fructose-6-phosphate, un métabolite de la glycolyse, et la glutamine (Figure 35B). 110 Figure 35 : La voie de la biosynthèse des hexosamines. A. Le groupement Nacétyglucosamine constitué de glucose, de glutamine, d’UDP, d’acétyl-CoA, l’uridine triphosphate (UTP) B. Voie de la synthèse des hexosamines. GFAT : glutamine-fructose-6- phosphate amidotransférase, GNA1 : glucosamine-6P-N-acétyltransférase, PGM3 : phosphoacétylglucosamine mutase-3, OGT : UDP-N-acétylglucosamine-peptide-Nacétylglucosaminyl-transférase, OGA : proteine-3-O-N-acétyl-D-glucosaminyl-Lserine/thréonine N-acétylglucosaminyl hydrolase.  Le GlcN-6P est métabolisé par la GlcN-6P-N-acétyltransférase (GNA1) en acétyl-GlcN-6P à l’aide d’acétyl-CoA, produit par le métabolisme des acides gras. L’acétyl-GlcN-6P est converti en acétyl-GlcN-1P par la phosphoacétylglucosamine mutase-3 (PGM3). L’acétyl-GlcN-1P est finalement métabolisé en UDP-GlcNAc par l’UDP-N-acétylhexosamine pyrophosphorylase (UAP1) en utilisant l’UTP, produit par le métabolisme des acides nucléiques. La OGlcNAcylation des résidus sérine ou thréonine dans les protéines est un processus réversible régulé par deux enzymes : l’UDP-N-acétylglucosamine-peptide-N-acétylglucosaminyltransférase (OGT) et la protéine O-GlcNAcase (OGA). De nombreuses protéines qui régulent le métabolisme du glucose sont les cibles de OGlcNAcylation, y compris le transporteur de glucose répondant à l’insuline 4 (GLUT4). Une OGlcNAcylation augmentée est liée au développement de la résistance à l’insuline dans le diabète de type 2 et contribue à la physiopathologie des complications diabétiques, y compris la rétinopathie diabétique (Issad et al., 2010). L’expression du récepteur nucléaire de la sousfamille 4 du groupe A membre 1 (NR4A1) est augmentée dans la rétine d’un modèle animal d’obésité/pré-diabétique, induite par une alimentation riche en acide gras saturés. L’expression de NR4A1 promeut l’expression de l’ARNm de GFAT2 et la O-GlcNAcylation dans les cellules rétiniennes (Dai et al., 2018). De plus, la O-GlcNAcylation réduit la signalisation de l’insuline. Le substrat du récepteur de l’insuline humaine 1 (IRS1) est phosphorylé sur les résidus tyrosine par le récepteur de l’insuline (INSR), un récepteur tyrosine kinase, ce qui provoque sa liaison aux protéines cellulaires contenant des domaines src homolgy (SH)2 telles que la sous-unité p85 de la phosphatidylinositol 3-kinase (PI3K). Ces phosphorylations sont produites par des kinases utilisant l’ATP produit par le métabolisme du glucose via la glycolyse et l’OXPHO. La phosphorylation à la sérine 307 (S307) de l’IRS1 par la protéine ribosomique S6 kinase β-1 (S6K1) bloque la protéine tyrosine phosphatase 1B (PTP1B), qui déphosphoryle INSR et l’IRS1, mettant ainsi fin à la signalisation de l’insuline. Mais l’IRS1 est également O-GlcNAcylé sur S307, ce qui prévient sa phosphorylation en réponse à l’insuline dans le cadre d’une boucle de rétroaction (Jahangir et al., 2014) (Figure 36). Le rôle principal de l’insuline est d’éliminer le glucose du sang via GLUT4, qui se déplace vers la surface cellulaire pour permettre une entrée accrue de glucose dans les cellules (McNay and Pearson-Leary, 2020). En l’absence d’insuline, GLUT4 est retenu dans des compartiments de stockage intracellulaires. Lors de la stimulation par l’insuline, GLUT4 se déplace de ces compartiments vers la surface cellulaire où il transporte le glucose du milieu extracellulaire dans la cellule. L’insulinorésistance induite par 112 Figure 36 : La O-GlcNAcylation dans la translocation du récepteur GLUT4 répondant à l’insuline. L’insuline stimule l’expression de GLUT4 et sa translocation dans la rétine. La OGlcNAcylation du substrat du récepteur de l’insuline humaine 1 (IRS1) prévient sa phosphorylation par PI3K et bloque la signalisation. La O-GlcNAcylation de STXBP3/munc18c bloque la fusion des vésicules contenant GLUT4. INSR : récepteur de l’insuline, PI3K : phosphatidylinositol 3-kinase. 113 l’hexosamine résulte en partie de la diminution de l’absorption du glucose due à une perturbation de la translocation de GLUT4. En effet, la protéine syntaxin-binding protein 3 (STXBP3/munc18c) qui est impliquée dans la fusion des vésicules intracellulaires contenant GLUT4 est O-GlcNAcylée sur un résidu phosphorylé après stimulation par l’insuline (Ruan et al., 2013). L’insuline stimule l’expression de GLUT4 et éventuellement sa translocation dans la rétine (Sanchez-Chavez et al., 2012). L’insuline retarde la mort des cônes dans un modèle murin de rétinopathie pigmentaire (Corrochano et al., 2008; Punzo et al., 2009), mais l’implication de GLUT4 dans cette activité protectrice n’a pas été décryptée.