Metarhizium acridum (Driver et Milner) chez les populations de la mouche des fruits Bactrocera dorsalis

Metarhizium acridum (Driver et Milner) chez les populations de la mouche des fruits Bactrocera dorsalis

La mangue est une des filières les plus dynamiques du secteur horticole du Sénégal. Elle enregistre annuellement une production qui se situe entre 125 000 à 130 000 tonnes, et représente 63 % de la filière fruits et légumes (Asepex, 2017). Le Sénégal produit environ 150 000 tonnes de fruits par an dont 60 000 tonnes de mangues pour Une valeur de 5 milliards de FCFA (Ndiaye et al., 2012). Au Sénégal, la production de mangues avoisinait 130 000 T en 2016 et l’exportation s’élevait à 15 191,044 T (ANSD, 2017). Mais, le manguier doit faire face à de nombreux problèmes phytosanitaires. En effet, Les mouches des fruits sont considérées comme les ravageurs les plus importantes (Ndiaye et Dabo, 2007 ; Gomina, 2015). Plusieurs espèces de mouches des fruits attaquent la mangue mais Bactrocera dorsalis ex B invadens (Drew et al., 2005) en est la plus importante. Par ailleurs on constate qu’en Afrique de l’Ouest les pertes dues aux mouches des fruits dépassent 50 % pour les cultivars d’intérêt commercial à partir du milieu de la campagne mangue depuis 2005, impliquant des pertes considérables de revenus pour les planteurs (Vayssières et al., 2014). Les mouches des fruits sont des « insectes de quarantaine » : aucun fruit piqué renfermant une larve de Tephritidae ne peut être exporté sous peine de rejet et de la destruction totale du lot de mangues par les services phytosanitaires européens (CTA ,2013). Chaque année, à cause de ces insectes de quarantaine, des conteneurs entiers en provenance d’Afrique sont interceptés, saisis et détruits par incinération dans les ports et aéroports européens, causant un grave préjudice économique à de nombreux exportateurs et donc à la filière mangue (Gomina, 2015). Les mouches des fruits constituent un groupe d’organismes nuisibles de grande importance pour de nombreux pays, de par leur capacité potentielle d’occasionner des dégâts aux fruits et de réduire l’accès aux marchés internationaux pour les produits végétaux susceptibles de porter des mouches des fruits. La probabilité élevée d’introduction de mouches des fruits, associées à une vaste gamme d’hôtes, entraîne que de nombreux pays importateurs imposent des restrictions sur l’acceptation de fruits provenant de zones dans lesquelles ces organismes nuisibles sont établis (FAO, 2015). Les méthodes de contrôle basées sur l’utilisation des pesticides chimiques sont peu efficaces aux stades immatures. En effet, les stades œufs-larves-pupes ne sont pas affectés par les pulvérisations et atteignant ainsi le stade adulte avant de s’éparpiller autour de vergers. En outre, Année académique 2017/2018 1 les pesticides causent des risques pour la santé publique et l’environnement. Compte tenu de l’importance économique des mouches des fruits et de l’absence de méthodes de contrôle appropriée en particulier en Afrique sub-saharienne, les efforts de recherche sur les stratégies de lutte alternative sur les mouches sont en cours, y compris l’utilisation d’agents de lutte biologique tels que les fourmis tisserandes (Oecophylla longinoda) et les parasitoïdes (Vayssières et al., 2008). Une approche de gestion intégrée des ravageurs qui s’appuie sur une combinaison de techniques a été mise en place pour réduire efficacement la population de B. invadens, empêchant ainsi l’expansion de sa population au Sénégal, au Bénin et au Kenya (Ndiaye et al., 2008 ; Vayssières et al., 2009 ; Ekesi et al., 2011). C’est dans ce contexte que des recherches approfondies ont été mis en œuvre pour trouver des agents de lutte biologique tels que les bactéries et les champignons (San Aw et Mun Hue, 2017). L’exemple le plus marquant est le Metarhizium acridum qui était utiliser contre les acridiens et que nous allons tester contre les mouches adultes de Bactrocera dorsalis. Ainsi, l’objectif général de cette étude est d’évaluer au laboratoire l’efficacité biologique des faibles doses du Metarhizium acridum contre les mouches des fruits Bactrocera dorsalis De façon plus spécifique, il s’agira de :  Déterminer la durée de survie des mouches traitées avec le Metarhizium acridum  Déterminer le nombre de conidies collecté par une mouche après avoir séjournée dans une chambre d’auto-inoculation. Ce mémoire est divisé en trois chapitres. Dans le premier chapitre nous présenterons les généralités sur la mouche orientale et le Metarhizium acridum. Le matériel de travail et la méthodologie adoptée seront présentés dans la deuxième partie. Dans le chapitre trois nous présenterons les résultats et la discussion. Nous terminerons par une conclusion afin d’en dégager quelques perspectives. 

Généralité sur la mouche des fruits Bactrocera dorsalis 

Position taxonomique 

La mouche des fruits Bactrocera dorsalis appartient à la famille des Tephritidae, sa position systématique est la suivante : Phylum : Arthropoda Classe : Insecta Ordre : Diptera Sous ordre : Cyclorrhapha Section : Acalyptratae Super famille : Tephritoidea Famille : Tephritidae Sous famille : Dacinae Tribu : Dacini Genre : Bactrocera Espèce : Bactrocera dorsalis 

 Origine et répartition géographique 

La mouche orientale des fruits, Bactrocera dorsalis est une espèce asiatique originaire de l’Inde (Sri Lanka) (Drew et al., 2005). En effet elle est apparue en Afrique en 2003 au Kenya (Lux et al., 2003), sa présence a été également signalée en Afrique de l’Ouest, au Sénégal (Vayssières, 2004) et au Bénin (Vayssières et al., 2005). Elle a rapidement proliféré en Afrique et possède de multiples hôtes (Diamé, 2016). 

 Description morphologique

 o Les œufs Les œufs de B.dorsalis sont allongés, légèrement incurvés et de couleur blanc crème. Ils mesurent en moyenne 1 mm de longueur et 0,2 mm de diamètre (Figure 1). Ils sont déposés dans le fruit par la femelle à l’aide de son ovipositeur. (ANSES, 2014). 3 Année académique 2017/2018 . Figure 1 : Œufs de Bactrocera dorsalis (Ndiaye et al., 2008) o Les larves : Elles sont des asticots typiques de diptères. Les larves, du premier et du deuxième stade sont de couleur blanche, mais celles du troisième stade sont de couleur jaune, ressemblent à un cône allongé (Figure 2). Elles vivent et se nourrissent dans les fruits. Figure 2: Larves de Bactrocera dorsalis (Faye, 2014) o Les pupes : La pupe, de B.dorsalis est un petit tonnelet de 5 mm de longueur, de couleur brun-rouge (Mille, 2010). (Figure 3). Elle peut se former dans les tissus végétaux mais le plus souvent, elle a lieu dans le sable, entre 2 et 3 cm de profondeur. Figure 3 : Pupes de B. dorsalis (Faye, 2014) o Les adultes : L’adulte, qui est sensiblement plus grande qu’une mouche domestique, a une longueur de corps d’environ 8 mm ; l’aile est d’environ 7,3 mm de longueur et est hyaline. La couleur de la mouche est très variable, mais la plupart du temps elle est jaune brun sombre et saillante, de marques 4 Année académique 2017/2018 noires sur le thorax. En général, l’abdomen a deux bandes noires horizontales et une bande médiane longitudinale partant de la base du troisième segment vers le sommet de l’abdomen. Ces marquages peuvent former un motif en forme de T, mais le modèle varie considérablement. La tarière est très mince et très pointu.(FAYE, 2014) Figure 4 : Adultes de B. dorsalis : femelle à gauche, et, mâle à droite. (De Meyer, 2007) 

.Ecologie

 Plusieurs facteurs, aussi bien biologiques qu’environnementaux, peuvent influencer la distribution spatio-temporelle des populations de mouches des fruits. Ils affectent directement ou indirectement les taux de survie et de développement des différentes phases du cycle et la fécondité des femelles. Parmi ces facteurs, les plus importants sont la température, l’humidité (facteurs abiotiques) et la disponibilité des ressources alimentaires (plantes hôtes). Les ennemis naturels et la compétition inter et intra spécifique peuvent aussi être importants dans certaines circonstances (Ouédraogo, 2011). 

 Cycle de vie de Bactrocera dorsalis 

Le cycle de vie de la plupart des espèces de Tephritidae est similaire (CTA, 2013). Les femelles pondent en général dans les fruits presque mûrs des plantes-hôtes, mais aussi dans les jeunes fruits tombants au sol après abscission. Les larves ou asticots se développent à l’abri des traitements, dans la pulpe du fruit en creusant des galeries ces dernières seront des portes ouvertes à des infections secondaires du fruit quand la larve aura quitté le fruit Le développement des larves accélère la maturation du fruit qui se détache et tombe. Les larves quittent le fruit, et se transforment en pupes dans les premiers centimètres du sol. L’adulte, après émergence, cherchera rapidement à se nourrir afin d’initier une période de maturation sexuelle de s’accoupler puis de pondre (CTA, 2013). Le suivi de ces populations est effectué avec un piège composé d’un attractif sexuel (Méthyl eugénol) et d’un insecticide (Dichlorvos): 5 Année académique 2017/2018 ce dispositif cible les mâles de B. dorsalis en Afrique de l’Ouest. Bactrocera dorsalis cause des pertes très importantes. (Vayssières et al., 2008). . Figure 5 : Cycle général de développement de Bactrocera dorsalis (Sangaré, 2017) 

Plante hôte

L’espèce est très polyphage. Au Bénin, B. dorsalis attaque plus d’une trentaine d’espèces fruitières. Dans les pays Ouest Africains où elle a été introduite récemment, elle est particulièrement abondante sur les espèces fruitières cultivées telles que : manguier (Mangifera indica), goyave (Psidium guajava), agrumes (Citrus sp.), papaye (Carica Papaya), « pomme sauvage » (Irvingia gabonensis), avocatier (Persea americana), « Pomme étoile » (Chrysophyllum albidum), badamier (Terminalia catappa) et des espèces sauvages telles que Sclerocarya birrea, Vitellaria paradoxa (Vayssières et al., 2005). Des études complémentaires sont nécessaires pour identifier toute la gamme de plantes hôtes en Afrique de l’Ouest. Ces différents hôtes jouent un rôle fondamental dans l’infestation et la réinfestation des vergers. Tous ces hôtes (cultivés et sauvages) doivent être intégré dans la stratégie globale de lutte contre cette espèce invasive (Vayssières et al., 2008). 

Importance économique

 Plusieurs espèces de mouches des fruits infligent de lourdes pertes à la production agricole. Chaque année, à cause de ces insectes de quarantaine, des containers entiers en provenance d’Afrique sont interceptés, saisis dans les ports et aéroports européens et détruits par 6 Année académique 2017/2018 incinération. Ceci cause un grave préjudice économique à de nombreux exportateurs et donc à la filière mangue, principal moteur économique du secteur horticole en Afrique de l’Ouest. Le marché local et régional de mangues est également très affecté par cette problématique ; en période de soudure, les mangues constituent un apport nutritionnel fondamental pour les populations rurales (Goergen, 2013).

 Méthodes de lutte 

Plusieurs méthodes de lutte ont été utilisées pour contrôler la population des mouches des fruits. Il s’agit de mettre en œuvre un ensemble de méthodes de lutte intégrée: la lutte préventive, chimique, biologique, génétique…. 

Lutte biologique 

La lutte biologique signifie que les organismes utiles sont utilisés pour contrôler les organismes nuisibles. Ces organismes sont les ennemis naturels des ravageurs et sont naturellement inféodés à ces ravageurs dans leur biotope (Singh, 1982). Dans le cadre de la lutte contre les Tephritidae, différents organismes ont été et sont utilisés. Il s’agit des fourmis tisserandes (Oecophylla longinoda) (Ndoye, 2011), de diverses espèces de parasitoïdes dont Fopius arisanus (Ndiaye et Dieng, 2011) ; de champignons entomopathogènes (Metarhizium sp) (Vayssières et al., 2009 a ; Faye, 2014 ; Ndiaye, 2015; Gueye, 2016 ; Faye, et al., 2017). 

 Lutte chimique

 C’est la méthode de lutte la plus utilisée contre ces ravageurs. Elle consiste à utiliser le piégeage sexuel des mâles. Lorsqu’un nombre de mouches capturées est atteint, un traitement par tache associant de l’hydrolysât de protéine à un insecticide est appliqué dans la parcelle cible (Quilici, 1987).  Technique d’Annihilation des Mâles (TAM) La technique d’annihilation des mâles consiste à placer un piège imprégné d’un attractif sexuel et d’un insecticide de contact (généralement le Malathion ou la Deltaméthrine). Les pièges doivent être en place dans le verger deux mois avant la période d’attractivité des fruits. Il est également conseillé de placer ces pièges dans les vergers comportant d’autres espèces fruitiers attractives (agrumes) pour les mouches et dans des zones connues comme refuge en saison sèche (CTA, 2013).

Table des matières

DEDICACES
REMERCIEMENTS
LISTE DES FIGURES
LISTE DES TABLEAUX
SIGLES ET ABREVIATIONS
RESUME
ABSTRACT
INTRODUCTION
I. CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1 Généralité sur la mouche des fruits Bactrocera dorsalis
I.1.1. Position taxonomique
I.1.2. Origine et répartition géographique
I.1.3. Description morphologique
I.1.4.Ecologie
I.1.5. Cycle de vie de Bactrocera dorsalis
I.1.6. Plante hôte
I.1.7.Importance économique .
I.1.8. Méthodes de lutte
I.1.8.1. Lutte biologique
I.1.8.2. Lutte chimique
I.1.8.3. Lutte prophylactique
I.1.8.4.Lutte intégrée
I.1.8.5.Lutte génétique ou Technique de l’insecte stérile
I.2.Généralité sur le Metarhizium acridum
I.2.1. Position taxonomique
I.2.2. Mode d’infection de Metarhizium acridum
I.2.2.1. Phase d’adhésion
I.2.2.2. Germination
I.2.2.3. Pénétration
I.2.2.4. Colonisation de l’hémolymphe .
I.2.2.5. Sporulation .
I.2.3. Avantages de l’utilisation de Metarhizium acridum
II.1. Matériels
II.1.1. Matériel biologique
II.1.2. Matériel de laboratoire
II.1.3. Matériel d’élevage
II.2. Méthodes
II.2.1. Dispositif expérimental
II.2.2. Paramètres étudiés
II.2.2.1. Test de viabilité des spores du Metarhizium acridum
II.2.2.2. Test de Quantification du nombre de spores collectées par une mouche
II.2.2.3. Test de Pathogénicité
II.2.2.4. Test de la sporulation de M. acridum dans les mouches mortes
II.2.2.5. Test de purification
II.2.2.6. Traitement des données
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III.1.Résultats
III.1.1. Test de viabilité des spores
III.1.2. Test de quantification
III.1.3. Test de pathogénicité
III.1.4. Test de sporulation
III.1.5 Test de purification
III.2. Discussion
CONCLUSION GENERAL
Références bibliographiques

 

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