CONTRIBUTION A L’ETUDE DU CYCLE BIOLOGIQUE EN CAPTIVITE DE Mantella viridis (Pintak & Böhme, 1988), UNE ESPECE D’AMPHIBIEN ENDEMIQUE DE MADAGASCAR

METHODOLOGIE

Choix du centre et de la période d’étude

A la suite des prospections effectuées à Antananarivo auprès des opérateurs professionnels en matière d’élevage et de commercialisation des espèces sauvages, nous avons identifié et choisi Pet Farm, qui possède Mantella viridis parmi les espèces qu’elle dispose. Etant donné que ce centre se trouve à proximité de la Capitale, plus précisément à Ikianja-Ambohimangakely, à 10 km à l’est du centre ville d’Antananarivo, le long de la RN2, il représente un endroit idéal pour réaliser notre étude, en particulier pour le suivi.

L’étude a été menée dans cette ferme en deux étapes. La première est faite du 15 décembre 2003 au 30 avril 2004, et la deuxième du 03 janvier au 15 février 2005. Ce qui fait au total cinq mois. Elles correspondent à la période de reproduction de Mantella viridis dans la nature (Glaw &Vences, 2007) ; les opérateurs commencent également à faire la collecte et procèdent à l’élevage durant ces périodes. Les deux étapes de l’étude sont dues au fait que pendant la première période, les résultats obtenus étaient insuffisants pour avoir des données complètes permettant le bouclage d’un cycle biologique à cause du nombre de ponte qui a été très réduit. Il était donc nécessaire de faire une autre période de suivi durant la période de reproduction, c’est-à-dire aux mois de janvier et février de l’année suivante. Toutes les observations au cours de la présente étude et les suivis ont été effectués dans 1 terrarium et 3 aquaria.

Etude et analyse des paramètres écologiques du milieu

Trois paramètres écologiques ont été pris en considération au cours de cette étude. Il s’agit de la température, du pH et de l’humidité relative. Ces trois paramètres s’avèrent jouer des rôles importants dans l’élevage en captivité des grenouilles (Staniszewski, 1998).

Température

La variation de la température joue un rôle essentiel dans le bon fonctionnement du métabolisme des grenouilles élevées en captivité, elle doit se situer entre 20 et 25 °C le jour et entre 4 et 10 °C la nuit (Staniszewski, 1998). Pour le cas de notre étude, la régulation de la température s’effectue à travers les trous d’aération au niveau du plafond du terrarium et par l’installation d’une ampoule.
La température ambiante à l’intérieur du terrarium est quotidiennement mesurée et relevée le matin à 9 heures. Il en est de même pour la température de l’eau des aquaria. Le thermomètre utilisé est un thermomètre ordinaire, il est placé environ 10 minutes avant le prélèvement.

 pH

Comme le stade têtard se passe dans un milieu aquatique, le pH de l’eau des aquaria joue un rôle crucial dans le développement et la survie des individus. Un changement brusque du pH peut provoquer par exemple un retard du développement (Staniszewski, 1998). Le pH est mesuré quotidiennement vers 9 heures à l’aide d’un papier-pH-mètre. L’eau des aquaria est renouvelée tous les jours pour maintenir constante la valeur du pH.

Humidité relative

L’humidité relative intervient dans la physiologie de la grenouille à travers la respiration cutanée et les échanges osmotiques avec le milieu ambiant. La peau de la grenouille doit rester ainsi humide en permanence. L’humidité relative optimale doit se situer entre 92 et 96 % (Staniszewski, 1998). Cette humidité est maintenue constante grâce à la litière constituée par la mousse imbibée d’eau (Figure 7). L’humidité à l’intérieur du terrarium est mesurée à l’aide d’un hygromètre tous les jours de suivi à 9 heures. La mesure de l’humidité relative est effectuée une demi-heure après l’humidification des mousses.
Figure 7 : Hygromètre (à gauche) et Thermomètre (à droite)
(Razanadravoninirina, 2004).

Développement et croissance

Le développement et la croissance des têtards ont été évalués à travers des études morphométriques. La mensuration s’effectue à l’aide d’une loupe binoculaire munie de micromètre oculaire. Cet appareil a permis en même temps de dessiner l’échantillon à l’aide d’un tube à dessin. Le stade de développement est défini par comparaison directe du dessin avec les références de Gosner (1960).
Ainsi, deux échantillons des têtards sont prélevés tous les 2 ou 3 jours pour servir de specimens de référence pour chaque stade. Ils sont d’abord fixés et conservés dans du formol 10 %, un rinçage à l’eau de robinet est ensuite nécessaire avant toute manipulation.
Figure 8 : Différents paramètres morphométriques mesurés
chez un têtard (Razanadravoninirina, 2004).

La mensuration de la Figure 8 concerne :
LoC ou la Longueur totale du Corps : de l’extrémité du museau jusqu’à l’extrémité de la queue ;
LoT ou la Longueur de la Tête : de l’extrémité du museau jusqu’à l’avant du spiracle ;
LaT ou la Largeur de la Tête : du tympan gauche au tympan droit ;
LMA ou la Longueur du Membre Antérieur : distance entre l’insertion au niveau du spiracle jusqu’à l’extrémité du doigt le plus long du membre (doigt n° 3) ; et postérieur (LMP) : distance entre l’insertion à la base de la queue jusqu’à l’extrémité du doigt le plus long du membre (doigt n° 4). Il est à noter que les membres des têtards sont étirés lors de leur mensuration, la légende sur la figure n’est qu’à titre indicatif.

Mode de vie

Afin d’apprécier le mode de vie de Mantella viridis, des suivis à partir des observations directes sur des individus ont été effectués. Etant donné que c’est une espèce diurne, les observations ont eu lieu entre 9 heures à 14 heures pendant six jours successifs par semaine. Quatre-vingt-huit individus élevés dans un terrarium ont été impliqués dans cette étude.

Cas des individus adultes

L’observation se fait à travers la paroi du terrarium qui est en vitre clair. Elle s’effectue à partir de 9 heures du matin, avant et après la prise de température et de l’humidité relative. Elle consiste à observer les activités des adultes : prise de nourriture, parade nuptiale et/ou amplexus, comportement (actifs ou pas), état de santé. C’est aussi une occasion pour le contrôle de la propreté du terrarium.
Au cours de la présente étude, les adultes de Mantella viridis ont été nourris avec de termites vivants venant de Manjakandriana (Figure 9). Le nourrissage a lieu une fois par jour et vers 9 heures du matin. Environ 10 g de termites sont déposées sur une assiette placée sur la mousse dans le terrarium. En cas de pénurie en termites, les grenouilles ont été nourries avec des drosophiles (Drosophila melanogaster). Des peaux d’ananas, de banane ou de pêche ont été alors placées dans le terrarium pour attirer ces insectes.
Figure 9: Termites, nourriture principale des individus adultes (Razanadravoninirina, 2004).

Cas des têtards

L’observation des têtards s’est focalisée surtout sur le comportement alimentaire, la vie sociale, les stades de développement ainsi que sur l’état de santé des individus. La durée des observations s’est étalée jusqu’à la métamorphose complète (stade juvénile). La propreté des aquaria a été assurée au cours de chaque observation.
Les têtards issus d’une même ponte ont été mis dans un aquarium. Ainsi durant cette étude, 3 aquaria ont été utilisés. Ces têtards y ont été placés vers le 7e jour après la ponte, c’est-à-dire au stade 24 selon la référence de Gosner (1960). Ils ont été gardés dans ces aquaria jusqu’à la disparition complète de leur queue et ont été transférés ensuite dans un terrarium pour continuer leur croissance. A partir de ce stade, ils ont été traités comme les adultes.

Dans les aquaria, ils ont été nourris avec des produits « Aquori flakes » qui sont à base de farine, de foie de poissons, de matières grasses, de chlorophylle et de vitamines A, D3, B1, B2, B6, B12, D, C. Cet aliment est présenté sous forme de fines pellicules colorées. Le nourrissage se fait tous les matin vers 9 heures. Afin de garder la salubrité du milieu et pour éviter la mort des têtards, le reste des nourritures est enlevé après 18 h.

Enregistrement des données

Une fiche préalablement établie (Annexe I) a été respectivement remplie chaque jour pour les individus adultes (Ia) et pour les têtards (Ib) durant le suivi. Les informations concernent les températures, le pH, l’humidité relative, l’état de santé des individus, le nombre de ponte, la morbidité et la mortalité.

Réussite de la reproduction et rentabilité de l’élevage en captivité

Le taux de réussite correspond au pourcentage des individus d’un stade défini qui ont survécu au stade précédent. Un comptage direct des individus pour chaque stade de développement a été alors effectué.
Supposons N0, N1, N2, …., Nn : le nombre d’individus à chaque stade avec N : nombre d’individus
0, 1, 2, …, n : stade auquel se trouvent les individus et par ordre croissant de développement
N1 est donc le nombre d’individus au stade 1.
Le taux de réussite au stade 1 (t1) est obtenu par la formule suivante :
t1 = N1/N0 x 100
Au stade 2, le taux de réussite (t2) est :
t2 = N2/N1 x 100
Et ainsi de suite
La rentabilité de l’élevage représente alors la capacité des individus adultes de se reproduire et dont les œufs et les têtards qu’ils produisent sont arrivés au terme de leur développement pour donner des adultes géniteurs.

INTRODUCTION
Partie I : PRESENTATION DE L’ESPECE ETUDIEE ET DU CENTRE D’ELEVAGE
I.1. Présentation de l’espèce étudiée
I.1.1. Position systématique
I.1.2. Description morphologique
I.1.3. Biologie et écologie
I.1.4. Distribution géographique
I.1.5. Statut de conservation
I.2. Présentation du centre d’élevage
I.2.1. Terrarium
I.2.2. Aquarium
I.2.3. Dispositif de nourrissage
Partie II : METHODOLOGIE
II.1. Choix du centre et de la période d’étude
II.2. Etude et analyse des paramètres écologiques du milieu
II.2.1. Température
II.2.2. pH
II.2.3. Humidité relative
II.3. Développement et croissance
II.4. Mode de vie
II.4.1. Cas des individus adultes
II.4.2. Cas des têtards
II.5. Enregistrement des données
II.6. Réussite de la reproduction et rentabilité de l’élevage en captivité
Partie III : RESULTATS ET INTERPRETATIONS
III.1. Paramètres écologiques
III.1.1. Température
III.1.2. Humidité relative
III.1.3. pH
III.2. Reproduction, Développement et Croissance
III.2.1. Ponte
III.2.2. Eclosion
III.2.3. Développement et croissance larvaire
III.2.4. Des juvéniles au stade adultes : Réussite et Rentabilité de l’élevage
III.2.5. Croissance
III.3. Mode de vie
III.3.1. Morbidité
III.3.2. Mortalité
Partie IV : DISCUSSION
Paramètres écologiques
Ponte, développement et croissance : Réussite de l’élevage en captivité
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES