Exploration de l’impact des extraits naturels d’origine végétale « Juniperus phoenicea »

Exploration de l’impact des extraits naturels d’origine végétale « Juniperus phoenicea »

Systèmes de défense antioxydants

Face à la production physiologique de ERO, l’organisme dispose de systèmes de protection (systèmes de défense antioxydants) permettant de maintenir les radicaux libres à faible concentration (Lacolley, 2007). Le terme antioxydant désigne toute substance qui est présente à faible concentration par rapport à celle du substrat oxygène, retarde ou inhibe significativement l’oxydation du substrat (Auberval, 2010). Les systèmes de défense antioxydants sont de deux types : enzymatiques ou non enzymatiques (figure 3). L’équilibre existant entre la production de ERO et les défenses atioxydantes permettent de préserver l’intégrité de la cellule (Lacolley, 2007). Figure 3. Antioxydants intracellulaires (Amzal, 2010). I.3.1 Système de défense enzymatique  Superoxydes dismutases Les superoxydes dismutases (SOD) constituent la première ligne de protection contre les dérivés radicalaires de l’oxygène. Elles catalysent la dismutation de l’anion superoxyde en oxygène et en peroxyde d’hydrogène : 2O• 2 – + 2H+ → O2 + H2O2, empêchant ainsi la coexistence de ces deux espèces radicalaires, et par conséquent, la génération du radical hydroxyle par la réaction d’Haber-Weiss. Il existe trois types de superoxydes dismutases ayant une localisation différente : une SOD cytoplasmique dimérique à cuivre et zinc, une SOD extracellulaire tétramérique à cuivre et zinc et une SOD mitochondriale tétramérique à manganèse. L’action de la SOD doit être couplée à celles d’enzymes qui dégradent le peroxyde d’hydrogène, comme une catalase ou une glutathion peroxydase, afin d’éviter l’augmentation des concentrations en H2O2 qui peut induire la formation de radical hydroxyle en présence de fer par la réaction de Fenton (figure 4) (Lacolley, 2007). Figure 4. Schéma des défenses antioxydantes enzymatiques (Garait, 2006).  Catalases Les catalases sont des enzymes qui permettent de transformer le peroxyde d’hydrogène en oxygène moléculaire et en eau : H2O2 + H2O2 → 2H2O + O2. Ces enzymes comportent quatre sous-unités protéiques, chacune contenant une molécule d’hème et une molécule de NADPH. Ces enzymes sont essentiellement présentes dans les peroxysomes et dans les hématies (Delattre et al., 2003 ; Lacolley, 2007).  Glutathion peroxydases (GPx) Les glutathions peroxydases (GPx) sont des enzymes tétramériques à sélénium cytoplasmiques et mitochondriales, qui peuvent réduire le peroxyde d’hydrogène en eau, en Etude bibliographique Chapitre I : Stress oxydatif Exploration de l’impact des extraits naturels d’origine végétale « Juniperus phoenicea » sur la toxicité induite par le tétrachlorure de carbone chez le rat. 10 utilisant les capacités réductrices du couple glutathion/ glutathion disulfide (GSH/GSSG) : H2O2 + 2GSH → GSSG + 2 H2O (Russo-Marie, 1998 ; Lacolley, 2007). Les GPx permettent également de limiter la propagation des réactions radicalaires en chaine en réduisant les peroxydes instables en acides gras hydroxylés. Ce système ne fonctionne que si le GSSG formé est continuellement réduit en GSH, ce qui est assuré par la glutathion réductase en présence de NADPH selon la réaction suivante : GSSG + NADPH + H+ → 2GSH+ NADP (Russo-Marie, 1998). Ce dernier pouvant être lui-même régénéré par l’intermédiaire d’un couplage métabolique avec la voie des pentoses phosphates. 

Système de défense non enzymatique

Divers piégeurs de radicaux libres non enzymatiques peuvent prendre en charge la détoxification d’un grand nombre de radicaux libres. Ces composés sont facilement oxydables, relativement stables et conduisent à des dismutations permettant l’arrêt des réactions radicalaires en chaine. Ce système de protection peut être à la fois membranaire (vitamine E, A), cytosolique et extracellulaire (glutathion, vitamine C, acide urique) (Lacolley, 2007).  Vitamine E La vitamine E, représente en majorité par l’ α-tocophérol (figure 5) est un composé antioxydant puissant, notamment du fait de son caractère lipophile, qui lui permet d’agir au site même de la peroxydation lipidique membranaire. En échangeant un électron libre, le tocophérol se transforme en radical tocophéroxyle, peu réactif de par sa structure cyclique. Le radical tocophéroxyle peut être régénéré par l’ascorbate, qui devient alors radicalaire. Lors d’un stress oxydatif, ces deux vitamines agissent conjointement en formant une chaine de détoxification des radicaux libres (Gutowski et Kowalczyk, 2013). Figure 5. Structure chimique de la vitamine E (Auberval, 2010). Etude bibliographique Chapitre I : Stress oxydatif Exploration de l’impact des extraits naturels d’origine végétale « Juniperus phoenicea » sur la toxicité induite par le tétrachlorure de carbone chez le rat. 11  Glutathion Le glutathion est un tripeptide formé par la condensation d’acide glutamique, de cystéine et de glycine : γ-L-glutamyl cystéinyl glucine (figure 6) (Beaudeux et Durand, 2011). C’est le thiol intracellulaire le plus abondant (Auberval, 2010), présent en concentrations millimolaires (Dubois, 2015) dans de nombreux compartiments intracellulaires (cytosol, noyau, mitochondries) soit sous sa forme réduite (GSH), soit sous sa forme oxydée (GSSG) (Poisson, 2013). Les formes GSH (réduite) et GSSG (oxydée) forment un couple d’oxydoréduction très important dans la cellule car il permet les échanges d’électrons à l’intérieur de celle-ci (Auberval, 2010). Le rapport glutathion réduit/glutathion oxydé (GSH/GSSG) est souvent utilisé comme un marqueur du stress oxydant car plus le flux d’ H2O2 est important, plus le glutathion réduit est consommé et le glutathion oxydé est augmenté (Garait, 2006 ; Beaudeux et Durand, 2011). Le glutathion est considéré comme le principal antioxydant non enzymatique intracellulaire. Sa capacité antioxydante réside dans la présence d’un groupement thiol (–SH) présent sur la cystéine réduite. Le groupement thiol permet au glutathion d’intervenir dans de nombreuses réactions de réduction (Dubois, 2015). Il participe à l’élimination du H2O2 et des LOOH, agit également comme cosubstrat d’enzymes antioxydantes telles que la glutathion peroxydase, glutathion réductase et transférase. Il permet aussi le maintien de certains composés sous leur forme réduite comme les vitamines C et E (Lacolley, 2007). Figure 6. Formule semi-développée du glutathion réduit (GSH) (Auberval, 2010).  Acide urique L’acide urique est le produit final inerte du métabolisme des purines. Un excès de sa synthèse ou un défaut de son élimination urinaire conduit à l’hyperuricémie, qui est liée à Etude bibliographique Chapitre I : Stress oxydatif Exploration de l’impact des extraits naturels d’origine végétale « Juniperus phoenicea » sur la toxicité induite par le tétrachlorure de carbone chez le rat. 12 l’apparition de plusieurs pathologies telles que le diabète, l’hypertension et la goutte (Seklibelaidi, 2011). L’acide urique possède une fonction de piégeur important vis-à-vis de certains composés très réactifs, comme l’oxygène singulet, les radicaux peroxyles et hydroxyles, ainsi que de l’acide hypochloreux produit par la myéloperoxydase (Lacolley, 2007). Il représente en effet 60 % de la capacité anti-oxydante plasmatique (Poisson, 2013).  Vitamine C La vitamine C ou acide ascorbique est hydrosoluble et considérée comme étant l’antioxydant naturel le plus efficace dans le plasma humain (figure 7). Grâce au faible potentiel redox du couple ascorbate/radical ascorbyle, la vitamine C est capable de céder un électron à pratiquement tous les radicaux libres pouvant intervenir dans un système biologique, comme les radicaux superoxydes, hydroxyles et peroxyles (Lacolley, 2007). Elle peut aussi réduire le radical α-tocophérol et ainsi permettre une meilleure efficacité de la vitamine E (Garait, 2006). La vitamine C peut avoir un effet pro-oxydant et ainsi se lier avec des ions métalliques dont Fe³ + pour le réduire en Fe² + qui pourra ensuite catalyser différentes réactions dont celle de Fenton : H2O2 + Fe² +→ OH• + Fe³ + + OH- générant ainsi de nouvelles ERO (Poisson, 2013)

Table des matières

Etude bibliographique
Chapitre I : Stress oxydatif
I. 1. Stress oxydatif
I. 2. Radicaux libres
I. 2. 1. Définition
I. 2. 2. Sources de radicaux libres
I. 3. Systèmes de défense antioxydants
I.3.1. Système de défense enzymatique
I. 3.2. Système de défense non enzymatique
I. 4. Stress oxydant et les dégâts cellulaires
I. 4. 1. Oxydation des lipides
I. 4. 2. Oxydation des protéines
I. 4. 3. Oxydation des acides nucléiques
I. 5. Pathologies liées au stress oxydant
Chapitre II : Toxicité et tétrachlorure de carbone
II.1. Définition
II.1.1. Substance toxique
II.1.2. Toxicité
II.1.3. Xénobiotique
II.2. Biotransformation des xénobiotiques
II.2.1. Réactions de la phase I
II.2.2. Réactions de la phase II
II.3. Elimination des xénobiotiques
II.3.1. Excrétion rénale
II.3.2. Elimination fécale
II.3.3. Elimination pulmonaire
II.3.4. Autres voies d’élimination
II.4. Solvants chlorés
II.4.1. Définition.
II.4.2. Toxicité des solvants chlorés
II.5. Tétrachlorure de carbone
II.5.1.Définition
II.5.2. Propriétés physico-chimiques
II.5.3. Propriétés cinétiques principales
II.5.4. Mode d’action de tétrachlorure de carbone
II.5.5. Principales sources d’exposition
II.5.6. Toxicité Chez l’homme
II.5.7. Utilisations
II.5.8. Conduite à tenir en cas d’urgence
Chapitre III : Phytothérapie et Juniperus phoenicea
III.1. La phytothérapie
III.2. Récolte et conservation des plantes médicinales
III.2.1. Récolte
III.2.2. Séchage.
III.2.3. Conservation
III.3. Formes d’utilisation des plantes médicinales
III.3.1. Infusion
III.3.2. Décoction
III.3.3. Macération
III.4. Substances actives des plantes médicinales
III.5. Présentation de Juniperus phoenicea
III.5.1. Classification botanique de Juniperus phoenicea38
III.5.2. Distribution géographique
III.5.3. Caractères généraux
III.5.4. Utilisations
Partie pratique
Matériels et méthodes
I. Etude phytochimique
I.1. Matériel végétal
I.2. Extractions des composés phénoliques
I.2.1. Préparation de l’extrait brut
I.2.2. Extraction des flavonoïdes
I.2.3. Extraction des tanins
I.2.4. Préparation de l’extrait aqueux de Juniperus phoenicea
I.2.5. Détermination du rendement d’extraction
I.3. Dosage des composés phénoliques
I.3.1. Dosage des polyphénols
I.3.2. Dosage des flavonoïdes
I.3.3. Dosage des tannins condensés
I.4. Evaluation de l’activité antiradicalaire
I.4.1. Principe
I.4.2. Mode opératoire
II. Etude biologique
II.1. Animaux et conditions d’hébergement
II.2. Mode de traitement
II.3. Sacrifice et prélèvements des organes
II.3.1. Prélèvement sanguin
II.3.2. Dissection et prélèvement des organes
II.4. Méthodes de dosage des paramètres biochimiques
II.4.1. Aspartate aminotansférase (ASAT/ TGO)
II.4.2. Alanine aminotansférase (ALAT/ TGP)
II.4.3. Phosphatase alcaline
II.4.4. Lactate déshydrogénase
II.4.5. Protéines totales
II.4.6. Albumine
II.4.7. Bilirubine totale
II.4.8. Créatinine
II.4.9. Urée
II.4.10. Acide urique
II.4.11. Glucose
II.5. Dosage des paramètres du stress oxydant
II.5.1. Préparation de l’homogénat
II.5.2. Dosage des protéines
II.5.3. Dosage du glutathion (GSH)
II.5.4. Dosage de malondialdéhyde (MDA)
II.5.5. Dosage de l’activité enzymatique de la glutathion peroxydase (GPx)
II.5.6. Dosage de l’activité enzymatique de la glutathion S-Transférase (GST)
II.6. Etude histologique
II.7. Exploration statistique
Résultats et interprétation
I. Etude phytochimique
I.1. Rendement des extraits
I.2. Teneurs des composés phénoliques
I.3. Etude de l’activité antioxydante
II. Etude biologique
II.1. Etude pondérale
II.1.1. Variation du poids corporel
II.1.2. Variation du poids relatif de certains organes
II.2. Paramètres hématologique
II. 3. Paramètres biochimiques sanguin
II.3.1. Bilan hépatique
II.3.2. Bilan rénal
II.3.3. Bilan énergétique
II. 4. Paramètres du stress oxydant
II.4.1. Glutathion réduit (GSH)
II.4.2. Malondialdéhyde (MDA)
II.4.3. Glutathion peroxydase (GPx)
II.4.4. Glutathion – S- transférase (GST)
II.5. Etude histologique
II.5.1. Etude histologique du foie
II.5.2. Etude histologique des reins

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